Empfindlichkeit von SARS

Nature Band 593, Seiten 136–141 (2021)Diesen Artikel zitieren

98.000 Zugriffe

454 Zitate

593 Altmetrisch

Details zu den Metriken

Eine Autorenkorrektur zu diesem Artikel wurde am 21. Juli 2022 veröffentlicht

Dieser Artikel wurde aktualisiert

Die Übertragung von SARS-CoV-2 ist in vielen Teilen der Welt unkontrolliert; Die Bekämpfung wird in einigen Gebieten durch das höhere Übertragungspotenzial der Variante B.1.1.71 verschärft, die inzwischen in 94 Ländern gemeldet wurde. Es ist unklar, ob die Reaktion des Virus auf Impfstoffe gegen SARS-CoV-2 auf Basis des prototypischen Stamms durch die in B.1.1.7 gefundenen Mutationen beeinflusst wird. Hier bewerten wir die Immunantworten von Personen nach der Impfung mit dem mRNA-basierten Impfstoff BNT162b22. Wir haben neutralisierende Antikörperreaktionen nach der ersten und zweiten Immunisierung unter Verwendung von Pseudoviren gemessen, die das Wildtyp-Spike-Protein oder ein mutiertes Spike-Protein exprimierten, das die acht Aminosäureänderungen enthielt, die in der B.1.1.7-Variante gefunden wurden. Die Seren von Personen, die den Impfstoff erhielten, zeigten ein breites Spektrum neutralisierender Titer gegen die Wildtyp-Pseudoviren, die gegenüber der Variante B.1.1.7 leicht reduziert waren. Dieser Rückgang zeigte sich auch in den Seren einiger Patienten, die sich von COVID-19 erholt hatten. Eine verminderte Neutralisierung der B.1.1.7-Variante wurde auch bei monoklonalen Antikörpern beobachtet, die auf die N-terminale Domäne (9 von 10) und das Rezeptorbindungsmotiv (5 von 31) abzielen, jedoch nicht bei monoklonalen Antikörpern, die das erkennen Rezeptorbindungsdomäne, die außerhalb des Rezeptorbindungsmotivs bindet. Die Einführung der Mutation, die die E484K-Substitution im B.1.1.7-Hintergrund kodiert, um eine neu aufgetretene besorgniserregende Variante (VOC 202102/02) widerzuspiegeln, führte zu einem größeren Verlust der neutralisierenden Aktivität durch impfstoffinduzierte Antikörper und monoklonale Antikörper ( 19 von 31), verglichen mit dem Verlust der neutralisierenden Aktivität, der allein durch die Mutationen in B.1.1.7 verursacht wurde. Das Auftreten der E484K-Substitution vor dem Hintergrund von B.1.1.7 stellt eine Bedrohung für die Wirksamkeit des BNT162b2-Impfstoffs dar.

Der mRNA-Impfstoff BNT162b2 kodiert für das trimerisierte Spike-Protein voller Länge von SARS CoV-22 und wurde gegen das Wuhan-1-Isolat entwickelt. Es wurden Bedenken geäußert, ob Impfstoffe gegen neu auftretende SARS-CoV-2-Varianten wie B.1.1.7 (N501Y.V1)3 wirksam sein werden. In klinischen Studien zu BNT162b2 stieg der geometrische Mittelwert der Titer (GMT) neutralisierender Antikörper, die mit einer Neutralisierung von 50 % verbunden waren, nach der ersten Dosis an und der Impfstoff bot nach der zweiten Dosis ein hohes Maß an Schutz vor Infektionen und schweren Erkrankungen4.

Die Teilnehmer (n = 37) erhielten die erste Dosis des BNT162b2-mRNA-Impfstoffs drei Wochen vor der Blutentnahme zur Entnahme von Serum und mononukleären Zellen des peripheren Blutes. Das Durchschnittsalter betrug 62 Jahre (Interquartilbereich 47–84 Jahre) und 35 % der Teilnehmer waren weiblich. Von diesen Teilnehmern wurde bei 21 Personen drei Wochen nach Erhalt der zweiten Dosis des mRNA-Impfstoffs BNT162b2 auch Blut abgenommen. Serum-IgG-Titer gegen Nukleokapsidprotein, das Spike-Protein und die Rezeptorbindungsdomäne (RBD) des Spike-Proteins wurden getestet (Extended Data Abb. 1a).

Mithilfe der lentiviralen Pseudotypisierung untersuchten wir den Wildtyp (Wildtyp-Spike mit D614G) und die mutierten B.1.1.7-Spike-Proteine ​​(Abb. 1a), um die Neutralisierungsaktivität von durch den Impfstoff hervorgerufenen Seren zu messen. Die Impfstoffseren wiesen eine Reihe hemmender Verdünnungen auf, die eine 50-prozentige Neutralisierung (ID50) ermöglichten (Abb. 1b, c). Der GMT gegen das Wildtyp-Spike-Protein war nach der zweiten Impfdosis wesentlich höher als nach der ersten Dosis (318 im Vergleich zu 77) (Abb. 1b, e). Es gab eine Korrelation zwischen den Gesamt-Spike-IgG-Titern und den Serumneutralisationstitern (Extended Data, Abb. 1b). Mit IFNγ FluoroSpot wurde ein breites Spektrum an T-Zell-Reaktionen gegen SARS-CoV-2-Peptide in Proben von Personen gemessen, die den Impfstoff nach der ersten Dosis erhielten. Diese zellulären Reaktionen korrelierten nicht mit Serumneutralisationstitern oder IgG-Spike-Antikörpertitern (Extended Data Abb. 1c, d).

a, Spike in der offenen Konformation mit einem einzelnen aufrechten RBD (Proteindatenbank (PDB): 6ZGG) ist in der vertikalen Ansicht der Trimerachse dargestellt. Die Positionen mutierter Reste werden als rote Kugeln dargestellt, Deletionen sind gestrichelt dargestellt und auf dem Monomer mit einem aufrechten RBD gekennzeichnet. b–g, Die 50 % Serumneutralisationstiter der ersten Dosis des Impfstoffs (b, c, n = 37), der zweiten Dosis des Impfstoffs (d, e, n = 21) und der Rekonvaleszenzseren (f, g, n = 27) gegen das Wildtyp-Spike-Protein (WT) und das Spike-Protein der Variante B.1.1.7 (enthaltend die Mutationen N501Y, A570D, ΔH69/ΔV70, ΔY144, P681H, T716I, S982A und D1118H). HS, Humanserumkontrolle. b, d, f, Mittlere Faltungsänderungen im ID50 sind über den Diagrammen angegeben. Datenpunkte derselben Person werden durch Linien verbunden. Bei den Daten handelt es sich um GMT ± SD und Einzelwerte von zwei unabhängigen Experimenten mit jeweils zwei technischen Wiederholungen. Zweiseitiger Wilcoxon-Matched-Pairs-Signed-Rank-Test ohne Anpassung für mehrere Vergleiche; **P < 0,01, ****P < 0,0001. Der Grenzwert für 50 % Neutralisierung wurde auf 4 festgelegt.

Anschließend generierten wir mutierte Pseudoviren, die das Spike-Protein mit den N501Y- und A570D-Substitutionen und der H69/V70-Deletion (ΔH69/ΔV70) trugen. Wir beobachteten einen leichten Anstieg der Fähigkeit von Seren von Personen, die geimpft oder von COVID-19 genesen waren, dieses dreifach mutierte Virus zu hemmen (Extended Data Abb. 2a–c). Als nächstes haben wir den vollständigen Satz von acht Mutationen in das Spike-Protein einbezogen, das in der B.1.1.7-Variante vorhanden ist (Abb. 1a). Von den 29 Seren mit Neutralisationsaktivität nach der ersten Dosis zeigten 20 Hinweise auf eine Verringerung der Neutralisationstiter gegenüber der B.1.1.7-Variante (Abb. 1b, c und Erweiterte Daten Abb. 3), mit einer fachen Änderung von 3,2 ± 5,7 (Mittelwert ± Standardabweichung). Nach der zweiten Dosis war der GMT im Vergleich zu den Titern der ersten Dosis deutlich erhöht, mit einer fachen Änderung von 1,9 ± 0,9 (Mittelwert ± Standardabweichung) (Abb. 1d, e). In den Seren von 27 Personen, die sich von COVID-19 erholt hatten, betrug die GMT bei 50 % Neutralisierung 1.334 für das Wildtyp-Spike-Protein, was deutlich höher ist als die GMT nach der zweiten Dosis des Impfstoffs (Abb. 1f, g). . Die fache Änderung des ID50 für die Neutralisierung des B.1.1.7 im Vergleich zum Wildtyp-Spike-Protein (D614G) betrug 4,5 ± 8,7 (Abb. 1f, g und erweiterte Daten Abb. 4).

Die E484K-Substitution (Abb. 2a) wurde als Escape-Mutation für mehrere monoklonale Antikörper5 beschrieben und kommt in den Linien B.1.351 (501Y.V2) und P.1 (501Y.V3) vor. Mit Stand vom 11. Februar 2021 wiesen 30 B.1.1.7-Sequenzen auch die E484K-Substitution auf (Abb. 2c). Die phylogenetische Analyse legt nahe, dass es mehrere unabhängige Akquisitionen gegeben hat, wobei sich eine Abstammungslinie im Laufe der Zeit zu erweitern scheint, was auf eine aktive Übertragung hinweist (Abb. 2b). Dies hat dazu geführt, dass Public Health England diese Variante als besorgniserregende Variante bezeichnet (VOC 202102/02)6. Wir haben daher Pseudoviren generiert, die die B.1.1.7-Spike-Mutationen mit oder ohne die zusätzliche E484K-Substitution trugen, und diese gegen Seren getestet, die nach der ersten und zweiten Dosis des BNT162b2-mRNA-Impfstoffs erhalten wurden, sowie gegen Rekonvaleszenzseren. Nach der zweiten Impfdosis beobachteten wir bei den B.1.1.7-Spike-Mutationen und E484K einen erheblichen Verlust der neutralisierenden Aktivität des Pseudovirus (Abb. 3d, e). Die mittlere Faltungsänderung für die E484K-haltige B.1.1.7-Spike-Variante betrug 6,7 im Vergleich zu 1,9 für die B.1.1.7-Variante im Vergleich zum Wildtyp-Spike-Protein (Abb. 3a–c und Extended Data Abb. 5). ). Als wir eine Reihe von Rekonvaleszenzseren mit verschiedenen Neutralisationstitern testeten (Abb. 1f, g und erweiterte Daten Abb. 5), beobachteten wir in ähnlicher Weise einen zusätzlichen Aktivitätsverlust gegenüber der mutierten B.1.1.7-Spitze mit E484K, mit Faltung Änderung von 11,4 relativ zum Wildtyp-Spike-Protein (Abb. 3f, g und erweiterte Daten Abb. 5).

a, Darstellung der Spike-RBM:ACE2-Schnittstelle (PDB: 6M0J) mit den Resten E484, N501 und K417, hervorgehoben als nach Elementen gefärbte Kugeln. b: Maximum-Likelihood-Phylogenie einer Teilmenge von Sequenzen aus dem Vereinigten Königreich mit der E484K-Mutation (blau) und der B.1.1.7-Linie (grün), wobei Hintergrundsequenzen aus dem Vereinigten Königreich ohne RBD-Mutationen schwarz dargestellt sind. Mit Stand vom 11. Februar 2021 haben 30 Sequenzen aus der B.1.1.7-Linie (eine Gruppe von 25 an der Spitze des Stammbaums) die E484K-Substitution (rot) erhalten. c, Sequenzakkumulation im Laufe der Zeit in GISAID für UK-Sequenzen von B.1.1.7 und anderen Varianten mit oder ohne E484K.

Alle Virusvarianten befanden sich in einem Spike-Hintergrund (D614G). a, Beispielneutralisationskurven geimpfter Personen (ID 5, 7, 18, 28). Die inverse Verdünnung wird im logarithmischen Maßstab angezeigt. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung, die für zwei unabhängige Experimente mit jeweils zwei technischen Replikaten repräsentativ sind. b–g, Die 50 %-Neutralisationstiter jedes Virus gegen Seren, die nach der ersten Impfdosis (b, c, n = 37), der zweiten Impfdosis (d, e, n = 21) und für Rekonvaleszenzseren (f, g, n = 20), ausgedrückt als fache Veränderung relativ zum Wildtyp-Virus. b, d, f, Mittlere Faltungsänderungen im ID50 sind über den Diagrammen angegeben. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung und Einzelwerte; Fehlerbalken für negative Werte werden nicht angezeigt. c, e, g, Daten sind die mittlere fache Änderung zweier technischer Replikate und sind repräsentativ für zwei unabhängige Experimente. Datenpunkte derselben Person werden durch Linien verbunden. b, d, f, Zweiseitiger gepaarter Student-t-Test; *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,0001; NS, nicht signifikant. Der Grenzwert für 50 % Neutralisierung wurde auf 4 festgelegt.

Wir haben 60 monoklonale Antikörper, die von 15 Personen isoliert wurden, die sich Anfang 2020 von einer SARS-CoV-2-Infektion erholt hatten, mit einem pseudotypisierten In-vitro-Neutralisationstest gegen das B.1.1.7-Spike-Protein getestet (Ergänzungstabelle 1). Von 60 monoklonalen Antikörpern zeigten 20 (33,3 %) einen mehr als zweifachen Verlust der neutralisierenden Aktivität gegen die B.1.1.7-Variante im Vergleich zum Wildtyp-SARS-CoV-2 (Abb. 4a, b und erweiterte Daten Abb. 6). ). Das mutierte B.1.1.7-Virus entging vollständig der Neutralisierung durch 8 von 10 monoklonalen Antikörpern (80 %), die auf die N-terminale Domäne (NTD) abzielen (Abb. 4c). Von den 31 monoklonalen Antikörpern, die auf das Rezeptorbindungsmotiv (RBM) abzielen, zeigten 5 (16,1 %) eine mehr als 100-fache Abnahme der B.1.1.7-Neutralisierung, und weitere 6 monoklonale Antikörper (19,4 %) zeigten eine teilweise 2– 10-fache Reduktion (Abb. 4d). Schließlich behielten alle getesteten RBD-spezifischen, nicht auf RBM gerichteten monoklonalen Antikörper ihre neutralisierende Aktivität gegen B.1.1.7 vollständig bei (Abb. 4e).

a, Neutralisierung des pseudotypisierten SARS-CoV-2-Maus-Leukämievirus (MLV), das Wildtyp-Spike (Spike(D614G)) (grau), Spike von B.1.1.7 (blau) oder ein dreifach mutiertes Spike-Protein trägt ( TM, das die RBD-Mutationen K417N, E484K und N501Y trägt) (rot) durch drei ausgewählte monoklonale Antikörper (S2E12, S2X333 und S2H14) aus einem repräsentativen Experiment. Die Daten sind Mittelwerte ± SD von zwei technischen Replikaten. b, Neutralisierung von SARS-CoV-2-MLVs, die Wildtyp-Spike (Spike(D614G)), Spike von B.1.1.7 oder ein dreifach mutiertes Spike-Protein (Spike(N501Y, E484K, K417N)) tragen, durch 60 monoklonale Proteine Antikörper, die auf NTD (n = 10), RBM (n = 31) oder Nicht-RBM-Stellen im RBD (n = 19) abzielen. Bei den Daten handelt es sich um die mittleren 50 %-Hemmkonzentrationswerte (IC50) (ng ml−1) von n = 2 unabhängigen Experimenten. c–e, Neutralisierung durch NTD-spezifische (c), RBM-spezifische (d) und nicht-RBM-spezifische (e) monoklonale Antikörper wird als mittlere IC50-Werte (oben) und mittlere Faltungsänderung in B.1.1.7 angezeigt (blau) oder die Dreifachmutante (Spike(N501Y, E484K, K417N)) (rot) relativ zum Wildtyp-Virus (unten). Die orangefarbene Linie zeigt den Schwellenwert für nicht neutralisierende Titer. Oben sind die Daten mittlere ± sd IC50-Werte aus zwei unabhängigen Experimenten. Unten sind die Daten mittlere ± SD-fache Änderungen aus zwei unabhängigen Experimenten. f–h, Die Kinetik der Bindung monoklonaler Antikörper an Wildtyp- (schwarz), N501Y- (blau) und E484K-RBD (rot), gemessen durch Bioschichtinterferometrie. f, Dargestellt sind die vier auf RBM gerichteten monoklonalen Antikörper ohne verringerte Bindung an die RBD mit N501Y oder E484K. g, h, Fläche unter der Kurve (AUC) (g) und die fache Änderung der Fläche unter der Kurve (h) von 50 monoklonalen Antikörpern, die gegen den Wildtyp N501Y und E484K RBD getestet wurden. Monoklonale Antikörper mit einer mehr als 1,3-fachen (Grenzwert durch die orange Linie angezeigten) Änderung der Fläche unter der Kurve werden in Blau und Rot angezeigt. Orangefarbene Punkte zeigen nicht-RBM-spezifische monoklonale Antikörper.

Um die Rolle der N501Y-Substitution in B.1.1.7 bei der Neutralisierungsflucht vor RBM-spezifischen Antikörpern zu untersuchen, haben wir die Bindung von 50 RBD-spezifischen monoklonalen Antikörpern an den Wildtyp- und N501Y-mutierten RBD durch Bioschichtinterferometrie getestet (Abb . 4f und erweiterte Daten Abb. 7). Die 5 RBM-spezifischen monoklonalen Antikörper, die die B.1.1.7-Variante nicht neutralisierten (Abb. 4d), zeigten einen vollständigen Verlust der Bindung an die N501Y-Mutante RBD (Abb. 4g, h), was eine Rolle dieser Mutation zeigt ein Fluchtmechanismus für bestimmte auf RBM gerichtete monoklonale Antikörper.

Um die Wirkung von E484K auf dieses Panel monoklonaler Antikörper zu beurteilen, haben wir ein dreifach mutiertes SARS-CoV-2-Pseudotypvirus erzeugt, das die Mutationen K417N, E484K und N501Y trägt (Spike (N501Y, E484K, K417N)). Der Einschluss der K417N-Substitution wurde durch die Beobachtung veranlasst, dass Substitutionen an dieser Position in fünf Sequenzen aus aktuellen Virusisolaten innerhalb der B.1.1.7-Linie (K417 zu Asn, Glu oder Arg) gefunden wurden. Dies steht im Einklang mit der konvergenten Entwicklung des Virus zu einem RBD, das N501Y, E484K und K417N oder K417T enthält, wie durch die Abstammungslinien B.1.351 und P.1 belegt. Insbesondere wird berichtet, dass Mutationen bei K417 der Neutralisierung durch monoklonale Antikörper, einschließlich des kürzlich zugelassenen monoklonalen Antikörpers LY-CoV0165,7, entgehen. Von den 60 getesteten monoklonalen Antikörpern zeigten 20 (33,3 %) einen mehr als zehnfachen Verlust der neutralisierenden Aktivität gegen die Spike-Mutante (N501Y, E484K, K417N) im Vergleich zum Wildtyp-SARS-CoV-2 (Abb. 4a). , b und Extended Data Abb. 6), und davon sind 19 RBM-spezifische monoklonale Antikörper. Wie oben haben wir uns mit der Rolle der E484K-Substitution bei der Flucht vor RBM-spezifischen Antikörpern befasst, indem wir die Bindung von 50 RBD-spezifischen monoklonalen Antikörpern an die RBD des Wildtyp- und E484K-mutierten Spike-Proteins durch Bioschichtinterferometrie getestet haben (Abb. 4f und erweiterte Daten Abb. 8). Von den 19 RBM-spezifischen monoklonalen Antikörpern, die eine verringerte oder fehlende Neutralisierung der Spike-Mutante (N501Y, E484K, K417N) zeigten (Abb. 4d), zeigten 16 einen vollständigen oder teilweisen Verlust der Bindung an die RBD der E484K-Mutante ( Abb. 4g, h), was mit den Erkenntnissen übereinstimmt, dass E484K eine wichtige Mutation für die Virusflucht ist8,9,10. Darüber hinaus verloren 3 dieser 16 monoklonalen Antikörper auch die Fähigkeit, an ein RBD zu binden, das die N501Y-Substitution enthielt, was darauf hindeutet, dass ein Teil der RBM-spezifischen Antikörper sowohl gegenüber der N501Y- als auch der E484K-Substitution empfindlich ist. In ähnlicher Weise wurde zuvor gezeigt, dass 3 der 19 monoklonalen Antikörper, die die Neutralisierung gegenüber der Spike-Mutante (N501Y, E484K, K417N) (S2D8, S2H7 und S2X128) verloren haben, die Bindung und Neutralisierung gegenüber der K417V-Mutante verlieren und hier gezeigt werden, dass sie empfindlich darauf reagieren entweder der N501Y- oder der E484K-Ersatz.

Mithilfe der Bioschichtinterferometrie stellten wir fest, dass menschliches ACE2 mit einer Affinität von 22 nM an die RBD der B.1.1.7-Variante bindet, verglichen mit einer Affinität von 133 nM für die Wildtyp-RBD (Extended Data Abb. 9). Dies stimmt überein mit unseren früheren Deep-Mutational-Scanning-Messungen unter Verwendung von dimerem ACE211. Obwohl ACE2 mit vergleichbaren Geschwindigkeiten an beide RBDs band, war die beobachtete Dissoziationsgeschwindigkeitskonstante für B.1.1.7 langsamer als für das Wildtyp-RBD (erweiterte Datentabelle 1). Diese Ergebnisse könnten die effiziente laufende Übertragung dieser neu entstehenden SARS-CoV-2-Linie und die möglicherweise verringerte Möglichkeit der Antikörperbindung erklären. Um die Wirkung der Mutationen in der Dreifachmutante (K417N, E484K und N501Y) zu verstehen, haben wir die Bindung von ACE2 an die immobilisierte RBD von Spike (N501Y, E484K, K417N) untersucht. Wir haben eine ACE2-Bindungsaffinität von 64 nM für die RBD von Spike (N501Y, E484K, K417N) ermittelt, was auf eine schnellere Off-Rate zurückzuführen ist als für die RBD der B.1.1.7-Variante, jedoch langsamer als für den Wildtyp RBD. Wir schlagen vor, dass die K417N-Mutation die ACE2-Bindung leicht beeinträchtigt, was die mittlere Affinität erklärt, die für die RBD von Spike (N501Y, E484K, K417N) im Vergleich zu den B.1.1.7- und Wildtyp-RBDs ermittelt wurde, wahrscheinlich als Folge davon Zerstörung der Salzbrücke, die mit dem ACE2-Rest D30 gebildet wird.

Die neutralisierende Aktivität im Serum ist ein Korrelat zum Schutz vor anderen Atemwegsviren, einschließlich Influenza12 und Respiratory-Syncytial-Virus, für die bei Risikogruppen eine Prophylaxe mit monoklonalen Antikörpern eingesetzt wurde13,14. Die Titer neutralisierender Antikörper schienen in hohem Maße mit dem Impfschutz gegen eine SARS-CoV-2-Wiederaufnahme bei nichtmenschlichen Primaten zu korrelieren15,16.

Diese Studie berichtet über die Neutralisierung durch Seren, die sowohl nach der ersten als auch nach der zweiten Dosis des BNT162b2-Impfstoffs gesammelt wurden. Bei den Teilnehmern dieser Studie handelte es sich um ältere Erwachsene, entsprechend der Ausrichtung auf diese Altersgruppe bei der ersten Einführung der Impfkampagne im Vereinigten Königreich. Wir zeigen, dass die Neutralisierung eines Pseudovirus, das das Spike-Protein mit dem gesamten Mutationssatz enthält, der in der B.1.1.7-Variante vorhanden ist, anhand von Seren von Personen, die den BNT162b2-Impfstoff erhalten haben, eine geringfügige Reduktion zeigte, die nach der ersten Dosis deutlicher ausfiel als die zweite Dosis. Dies könnte mit der erhöhten Breite, Wirksamkeit und/oder Konzentration der Antikörper nach der Auffrischungsdosis zusammenhängen. Andere Studien haben über eine geringfügige Verringerung der Neutralisierung gegen die B.1.1.7-Variante bei Personen berichtet, die mit zwei Dosen BNT162b217 und mRNA-127318 geimpft wurden. Die in dieser Studie beobachtete verringerte neutralisierende Aktivität, die bei polyklonalen Antikörpern beobachtet wurde, die durch mRNA-Impfstoffe hervorgerufen wurden, wird durch den Verlust der neutralisierenden Aktivität, der bei menschlichen monoklonalen Antikörpern beobachtet wurde, die sowohl gegen die RBD als auch zu einem großen Teil gegen die NTD gerichtet waren, weiter gestützt.

Mehrere Varianten, darunter die Linien 501Y.V2 und B.1.1.7, weisen mehrere Mutationen sowie Deletionen in der NTD auf, von denen sich die meisten an einer Schwachstelle befinden, auf die alle bekannten NTD-spezifischen neutralisierenden Antikörper abzielen19,20 . Die Rolle NTD-spezifischer neutralisierender Antikörper wird möglicherweise unterschätzt, was teilweise auf die Verwendung von Neutralisierungstests zurückzuführen ist, die auf Zielzellen basieren, die ACE2-Rezeptoren überexprimieren. Es wurde vermutet, dass NTD-spezifische monoklonale Antikörper den Viruseintritt auf der Grundlage anderer akzessorischer Rezeptoren wie DC-SIGN und L-SIGN21 stören, und es wurde festgestellt, dass ihre Neutralisierungskraft von verschiedenen In-vitro-Kulturbedingungen abhängt19. Die Beobachtung, dass 9 von 10 NTD-spezifischen neutralisierenden Antikörpern keinen vollständigen oder nahezu vollständigen Verlust der neutralisierenden Aktivität gegen B.1.1.7 zeigten, deutet darauf hin, dass sich diese neue Variante möglicherweise auch entwickelt hat, um dieser Klasse von Antikörpern zu entkommen, was möglicherweise der Fall ist spielen eine noch unerkannte Rolle bei der schützenden Immunität. Insgesamt stützt das Vorhandensein mehrerer Escape-Mutationen im NTD die Hypothese, dass diese Region des Spikes zusätzlich zum RBM ebenfalls unter Immundruck steht.

Besorgniserregend ist, dass wir gezeigt haben, dass es im Vereinigten Königreich mehrere B.1.1.7-Sequenzen gibt, die die E484K-Substitution mit frühen Übertragungsnachweisen sowie unabhängigen Akquisitionen enthalten. Wir haben eine weitere Verringerung der Neutralisationstiter durch Impfseren gemessen, wenn E484K neben den B.1.1.7-Spike-Mutationen vorhanden war. Eine aktuelle Studie18 hat außerdem gezeigt, dass Varianten, die die E484K-Substitution tragen, zu einer drei- bis sechsfachen Verringerung der Neutralisierung durch Seren von Personen führten, die den mRNA-1273-Impfstoff erhielten. In dieser Studie stellten wir übereinstimmend fest, dass etwa 50 % der getesteten RBM-spezifischen monoklonalen Antikörper ihre neutralisierende Aktivität gegen SARS-CoV-2 mit E484K verloren. Es wurde gezeigt, dass E484K die Neutralisierung durch monoklonale Antikörper oder Rekonvaleszenzseren beeinflusst, insbesondere in Kombination mit N501Y und K417N8,22,23,24.

Impfstoffe sind ein wichtiger Bestandteil einer langfristigen Strategie, um die Übertragung von SARS-CoV-2 unter Kontrolle zu bringen. Unsere Daten deuten darauf hin, dass ein Impfstoffentzug durch das Virus aktueller Spike-gerichteter Impfstoffe, die gegen den Wuhan-1-Stamm entwickelt wurden, unvermeidlich sein wird, insbesondere angesichts der Tatsache, dass E484K unabhängig und wiederholt vor dem Hintergrund von B.1.1.7 (501Y.V1) auftritt angesichts der schnellen weltweiten Verbreitung von B.1.1.7. Auch andere große Varianten mit E484K wie 501Y.V2 und V3 verbreiten sich regional. Dies sollte durch die Entwicklung von Impfstoffen der nächsten Generation mit mutierten Spike-Sequenzen und der Verwendung alternativer viraler Antigene abgemildert werden.

Zur Bestimmung der Stichprobengröße wurden keine statistischen Methoden verwendet. Die Experimente waren nicht randomisiert und die Forscher waren hinsichtlich der Zuordnung während der Experimente und der Ergebnisbewertung nicht blind.

Teilnehmer, die die erste Dosis des BNT162b2-Impfstoffs erhalten hatten, und Personen mit COVID-19 wurden in die COVID-19-Kohorte der NIHR Bioresource aufgenommen. Die Studie wurde vom East of England-Cambridge Central Research Ethics Committee (17/EE/0025) genehmigt.

Rekombinante SARS-CoV-2-Nukleokapsid-, Spike- und RBD-Proteine ​​wurden kovalent an verschiedene carboxylierte Bead-Sets (Luminex) gekoppelt, um einen Triplex zu bilden, und wurden wie zuvor beschrieben analysiert25. Die spezifische Bindung wurde als mittlere Fluoreszenzintensität angegeben.

Aminosäuresubstitutionen wurden in das D614G pCDNA_SARS-CoV-2_S-Plasmid wie zuvor beschrieben26 unter Verwendung des QuikChange Lightening Site-Directed Mutagenesis-Kits gemäß den Anweisungen des Herstellers (Agilent Technologies) eingeführt. Die Sequenzen wurden durch Sanger-Sequenzierung überprüft.

Das Plasmid, das für das Spike-Glykoprotein B.1.1.7 oder das dreifach mutierte (Spike(N501Y, E484K, K417N)) SARS-CoV-2-Spike-Glykoprotein kodiert, wurde wie folgt zur Herstellung von SARS-CoV-2-MLVs auf der Grundlage einer Overlap-Extension-PCR verwendet. Kurz gesagt wurde eine Modifikation des Overlap-Extension-PCR-Protokolls27 verwendet, um die acht Mutationen der B.1.1.7-Linie oder die drei Mutationen der Dreifachmutante (Spike(N501Y, E484K, K417N)) in das SARS-CoV-Virus einzuführen. 2 Spike-Gen. In einem ersten Schritt wurden neun DNA-Fragmente mit überlappenden Sequenzen durch PCR aus einem Plasmid (phCMV1, Genlantis) amplifiziert, das für das SARS-CoV-2-Spike-Gen voller Länge kodiert (BetaCoV/Wuhan-Hu-1/2019; Zugangsnummer mn908947). ). Die Mutationen (ΔH69/ΔV70, Δ144, N501Y, A570D, D614G, P681H, S982A, T716I und D1118H oder K417N, E484K und N501Y) wurden durch Amplifikation mit Primern mit ähnlicher Schmelztemperatur eingeführt. Die Deletion der C-terminalen 21 Aminosäuren wurde eingeführt, um die Oberflächenexpression des rekombinanten Spike-Proteins zu erhöhen28. Als nächstes wurden drei zusammenhängende überlappende Fragmente durch eine erste Überlappungs-PCR unter Verwendung der äußersten Primer jedes Satzes fusioniert, was zu drei größeren Fragmenten mit überlappenden Sequenzen führte. Eine abschließende Überlappungs-PCR wurde an den drei großen Fragmenten unter Verwendung der am weitesten außen liegenden Primer durchgeführt, um das Spike-Gen voller Länge und die flankierenden Sequenzen einschließlich der Restriktionsstellen KpnI und NotI zu amplifizieren. Dieses Fragment wurde verdaut und in das Expressionsplasmid phCMV1 kloniert. Für alle PCR-Reaktionen wurde die Q5 Hot Start High Fidelity DNA-Polymerase (New England Biolabs) gemäß den Anweisungen des Herstellers und unter Anpassung der Elongationszeit an die Größe des Amplifikats verwendet. Nach jedem PCR-Schritt wurden die amplifizierten Regionen auf einem Agarosegel aufgetrennt und mit einem Illustra GFX PCR DNA and Gel Band Purification Kit (Merck) gereinigt.

Virale Vektoren wurden durch Transfektion von HEK293T-Zellen unter Verwendung des Fugene HD-Transfektionsreagenzes (Promega) hergestellt. HEK293T-Zellen wurden mit einer Mischung aus 11 μl Fugene HD, 1 μg pCDNAD19spike-HA, 1 μg p8.91 HIV-1 Gag-Pol-Expressionsvektor29,30 und 1,5 μg pCSFLW (das das Firefly-Luciferase-Reportergen exprimiert) transfiziert das HIV-1-Verpackungssignal)31. Virusüberstände wurden 48 und 72 Stunden nach der Transfektion gesammelt, durch einen 0,45-μm-Filter filtriert und bei –80 °C gelagert. Die infektiöse Dosis des SARS-CoV-2-Pseudovirus in einer Gewebekultur von 50 % wurde mit dem Steady-Glo-Luciferase-Assaysystem (Promega) bestimmt.

Es wurde gezeigt, dass Spike-Pseudotyp-Assays ähnliche Eigenschaften wie Neutralisationstests mit vollständig infektiösem Wildtyp-SARS-CoV-232 aufweisen. Virusneutralisierungstests wurden an HEK293T-Zellen durchgeführt, die vorübergehend mit ACE2 und TMPRSS2 transfiziert wurden, wobei ein pseudotypisiertes SARS-CoV-2-Spike-Virus verwendet wurde, das Luciferase exprimierte33. Das pseudotypisierte Virus wurde mit einer Reihenverdünnung hitzeinaktivierter Humanserumproben oder Seren von Personen, die im Duplikat geimpft wurden, 1 Stunde lang bei 37 °C inkubiert. Es wurden auch Nur-Virus- und Nur-Zellen-Kontrollen einbezogen. Anschließend wurden jeder Vertiefung frisch trypsinisierte HEK293T ACE2- und TMPRSS2-exprimierende Zellen zugesetzt. Nach 48-stündiger Inkubation in einer Umgebung mit 5 % CO2 bei 37 °C wurde die Lumineszenz mit dem Steady-Glo- oder Bright-Glo-Luciferase-Assaysystem (Promega) gemessen. Die Neutralisierung wurde relativ zu Nur-Virus-Kontrollen berechnet. Die Verdünnungskurven werden als Mittelwert ± Standardabweichung der Neutralisierung dargestellt. ID50-Werte wurden in GraphPad Prism berechnet. Die ID50-Werte innerhalb der Gruppen wurden als GMT zusammengefasst und statistische Vergleiche zwischen den Gruppen wurden mit Wilxocon-Ranking-Sign-Tests durchgeführt. Darüber hinaus wurden die Auswirkungen der Mutationen auf die neutralisierende Wirkung der Seren als fache Veränderung der ID50 des Wildtyps im Vergleich zum mutierten pseudotypisierten Virus ausgedrückt. Der statistische Unterschied in der mittleren Faltungsänderung zwischen den Gruppen wurde mithilfe eines zweiseitigen Student-T-Tests ermittelt.

Gefrorene mononukleäre Zellen des peripheren Blutes (PBMCs) wurden schnell aufgetaut und das Gefriermedium wurde in 10 ml TexMACS-Medium (Miltenyi Biotech) verdünnt, zentrifugiert und in 10 ml frischem Medium mit 10 U ml−1 DNase (Benzonase, Merck) resuspendiert. Millipore über Sigma-Aldrich) wurden PBMCs 1 Stunde lang bei 37 °C inkubiert, gefolgt von Zentrifugation und Resuspension in frischem Medium, ergänzt mit 5 % Humanserum (Sigma-Aldrich), bevor sie gezählt wurden. PBMCs wurden mit 2 μl jedes Antikörpers gefärbt: Anti-CD3-Fluoresceinisothiocyanat (FITC), Klon UCHT1; Anti-CD4–Phycoerythrin (PE), Klon RPA-T4; Anti-CD8a–Peridinin-Chlorophyll-Protein-Cyanin 5.5 (PerCP-Cy5.5), Klon RPA-8a (alle BioLegend, London, UK), LIVE/DEAD Fixable Far Red Dead Cell Stain Kit (Thermo Fisher Scientific). Die PBMC-Phänotypisierung wurde mit dem BD Accuri C6-Durchflusszytometer durchgeführt. Die Daten wurden mit FlowJo v.10 (Becton Dickinson) analysiert. Kurz gesagt, 1,5–2,5 × 105 PBMCs wurden in vorbeschichteten Fluorospot-Platten (Human IFNγ FLUOROSPOT (Mabtech)) in dreifacher Ausfertigung mit Peptidmischungen inkubiert, die spezifisch für Spike-, Nukleokapsid- und Membranproteine ​​von SARS-CoV-2 sind (endgültige Peptidkonzentration 1 μg ml−). 1 pro Peptid, Miltenyi Biotech) und eine unstimulierte und positive Kontrollmischung (enthaltend Anti-CD3 (Mabtech), Staphylococcus Enterotoxin B, Phytohaemagglutinin (alle Sigma-Aldrich)) bei 37 °C in einer befeuchteten CO2-Atmosphäre für 48 Stunden. Die Zellen und das Medium wurden von der Platte dekantiert und der Test wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers entwickelt. Die entwickelten Platten wurden mit einem AID iSpot-Lesegerät (Oxford Biosystems) gelesen und mit der AID EliSpot v.7-Software (Autoimmun Diagnostika) gezählt. Alle Daten wurden dann um die Zytokinproduktion im Hintergrund korrigiert und als Spot-bildende Einheiten pro Million PBMCs oder CD3+ T-Zellen ausgedrückt.

Menschliche monoklonale Antikörper wurden wie zuvor beschrieben aus Plasmazellen oder Gedächtnis-B-Zellen von Spendern isoliert, die gegen SARS-CoV oder SARS-CoV-2 immun sind34,35,36,37. Rekombinante Antikörper wurden in ExpiCHO-Zellen bei 37 °C und 8 % CO2 exprimiert. Die Zellen wurden mit ExpiFectamine transfiziert. Transfizierte Zellen wurden 1 Tag nach der Transfektion mit ExpiCHO Feed und ExpiFectamine CHO Enhancer ergänzt. Der Zellkulturüberstand wurde 8 Tage nach der Transfektion gesammelt und durch einen 0,2-μm-Filter filtriert. Rekombinante Antikörper wurden auf einem ÄKTA xpress FPLC-Gerät unter Verwendung von 5-ml-HiTrap-MabSelect-Prisma-Säulen affinitätsgereinigt, gefolgt von einem Pufferaustausch zu Histidinpuffer (20 mM Histidin, 8 % Saccharose, pH 6) unter Verwendung von HiPrep 26/10-Entsalzungssäulen.

MLV-basierte SARS-CoV-2-S-Glykoprotein-pseudotypisierte Viren wurden wie zuvor beschrieben hergestellt35. HEK293T/17-Zellen wurden mit einem Plasmid cotransfiziert, das für das Wildtyp-B.1.1.7- oder dreifach mutierte (Spike(N501Y, E484K, K417N)) SARS-CoV-2-Spike-Glykoprotein, ein MLV-Gag-Pol-Verpackungskonstrukt und kodiert der MLV-Transfervektor, der einen Luciferase-Reporter kodiert, unter Verwendung von X-tremeGENE HP-Transfektionsreagenz (Roche) gemäß den Anweisungen des Herstellers. Die Zellen wurden 72 Stunden lang bei 37 °C und 5 % CO2 kultiviert, bevor der Überstand gesammelt wurde. VeroE6-Zellen, die humanes TMPRSS2 stabil exprimieren, wurden in Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) kultiviert, das 10 % fötales Rinderserum, 1 % Penicillin-Streptomycin (100 IE ml–1 Penicillin, 100 μg ml–1), 8 μg ml–1 Puromycin und enthielt 16–24 Stunden lang in 96-Well-Platten ausplattieren. Pseudovirus mit einer Reihenverdünnung monoklonaler Antikörper wurde 1 Stunde lang bei 37 °C inkubiert und dann nach zweimaligem Waschen mit DMEM in die Vertiefungen gegeben. Nach 2–3 Stunden wurde den Zellen DMEM zugesetzt, das 20 % fötales Rinderserum und 2 % Penicillin-Streptomycin enthielt. Nach 48–72 Stunden Infektion wurde Bio-Glo (Promega) zu den Zellen gegeben und 15 Minuten im Dunkeln inkubiert, bevor die Lumineszenz mit einem Synergy H1-Mikroplattenlesegerät (BioTek) abgelesen wurde. Die Messungen wurden doppelt durchgeführt und die relativen Luciferase-Einheiten wurden in den Prozentsatz der Neutralisierung umgerechnet und mit einem nichtlinearen Regressionsmodell aufgezeichnet, um die IC50-Werte mithilfe der GraphPad Prism-Software (v.9.0.0) zu bestimmen.

Monoklonale Antikörper (Ergänzungstabelle 1) wurden in kinetischem Puffer (PBS, ergänzt mit 0,01 % BSA) auf 3 μg ml–1 verdünnt und auf Protein A-Biosensoren (FortéBio) immobilisiert. Mit Antikörpern beschichtete Biosensoren wurden 3 Minuten lang mit einer Lösung inkubiert, die 5 μg ml-1 Wildtyp-, N501Y- oder E484K-SARS-CoV-2-RBD in kinetischem Puffer enthielt, gefolgt von einem 3-minütigen Dissoziationsschritt. Veränderungen in den an die Biosensoren gebundenen Molekülen führten zu einer Verschiebung des Interferenzmusters, das mit einem Octet RED96-System (FortéBio) in Echtzeit aufgezeichnet wurde. Die Bindungsreaktion über die Zeit wurde verwendet, um die Fläche unter der Kurve mit der GraphPad Prism-Software (v.9.0.0) zu berechnen.

Das SARS-CoV-2 RBD (BEI NR-52422)-Konstrukt wurde von GenScript zu CMVR mit einem N-terminalen Mu-Phosphatase-Signalpeptid, einem C-terminalen Octa-Histidin-Tag (GHHHHHHHH) und einem avi-Tag synthetisiert. Die Grenzen des Konstrukts sind 328RFPN331 (N-Terminus) und 528KKST531 (C-Terminus)38. Das B.1.1.7-RBD-Gen wurde von GenScript in pCMVR mit denselben Grenzen und Konstruktdetails mit einer Mutation bei N501Y synthetisiert. Diese Plasmide wurden vorübergehend in Expi293F-Zellen unter Verwendung von Expi293F-Expressionsmedium (Life Technologies) bei 37 °C und 8 % CO2 transfiziert, während sie mit 150 U/min rotierten. Die Kulturen wurden mit PEI transfiziert und 5 Tage lang kultiviert. Die Überstände wurden durch Zentrifugation (10 Minuten bei 4.000 g) geklärt, bevor sie auf eine Nickel-NTA-Säule (GE Healthcare) geladen wurden. Gereinigtes Protein wurde über Nacht mit BirA (Biotinligase) vor der Größenausschlusschromatographie in PBS biotinyliert. Menschliches ACE2–Fc (Reste 1–615 mit einer C-terminalen Thrombin-Spaltungsstelle und menschlichem Fc-Tag) wurde von Twist synthetisiert. Geklärte Überstände wurden mithilfe einer Protein-A-Säule (GE Life Sciences) affinitätsgereinigt, die direkt neutralisiert und Puffer ausgetauscht wurde. Der Fc-Tag wurde durch Thrombinspaltung in einem Reaktionsgemisch entfernt, das 3 mg rekombinante ACE2-Fc-Ektodomäne und 10 μg Thrombin in 20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 150 mM NaCl und 2,5 mM CaCl2 enthielt. Das Reaktionsgemisch wurde über Nacht bei 25 °C inkubiert und erneut auf eine Protein-A-Säule geladen, um ungespaltenes Protein und den Fc-Tag zu entfernen. Das gespaltene Protein wurde durch Gelfiltration unter Verwendung einer in PBS äquilibrierten Superdex 200-Säule 10/300 GL (GE Life Sciences) weiter gereinigt.

Biotinylierte RBDs (aus Wildtyp-Spike, Spike(N501Y) oder Spike(N501Y, E484K, K417N)) wurden mit 5 ng μl in unverdünntem 10-fachem Kinetikpuffer (Pall) auf SA-Sensoren immobilisiert, bis ein Ladungsniveau von 1,1 nm erreicht wurde. Eine Verdünnungsreihe von entweder monomerem ACE2 oder Fab in unverdünntem Kinetikpuffer, beginnend bei 1.000 bis 50 nM, wurde 300–600 s lang verwendet, um die Protein-Protein-Affinität zu bestimmen. Die Daten wurden von der Basislinie abgezogen und die Diagramme mithilfe der Pall FortéBio/Sartorius-Analysesoftware (Version 12.0) angepasst. Die Daten wurden in Graphpad Prism (v.9.0.2) aufgezeichnet.

Alle vollständigen und von geringer Abdeckung ausgeschlossenen SARS-CoV-2-Sequenzen wurden am 11. Februar 2021 aus der GISAID-Datenbank (http://gisaid.org/)39 heruntergeladen. Alle Sequenzen wurden an den SARS-CoV-2-Referenzstamm MN908947 angepasst .3, unter Verwendung von MAFFT v.7.475 mit automatischer Geschmacksauswahl und den Optionen ---keeplength --addfragments40. Anschließend wurden die Sequenzen dedupliziert. Allen Sequenzen wurden mithilfe des Nextclade-Servers v.0.12 (https://clades.nextstrain.org/) wichtige SARS-CoV-2-Clade-Mitgliedschaften zugewiesen.

Phylogenetische Bäume mit maximaler Wahrscheinlichkeit wurden unter Verwendung des oben kuratierten Datensatzes mit IQ-TREE v.2.1.241 erstellt. Die Auswahl evolutionärer Modelle für Bäume wurde mit ModelFinder10 abgeleitet und Bäume wurden mit dem GTR + F + I-Modell mit 1.000 ultraschnellen Bootstrap-Replikaten42 geschätzt. Alle Bäume wurden mit Figtree v.1.4.4 (http://tree.bio.ed.ac.uk/software/figtree/) visualisiert und mit ggtree v.2.2.4 manipuliert und eingefärbt. Die Phylogenien basierten auf der SARS-CoV-2-Referenzsequenz (MN908947.3) und die Knoten wurden in absteigender Reihenfolge angeordnet.

Die lineare Regression wurde verwendet, um den Zusammenhang zwischen der Antikörperantwort, der T-Zell-Antwort und der Serumneutralisierung in Stata 13 zu untersuchen. Der Pearson-Korrelationskoeffizient wurde angegeben.

Die Neutralisierung wurde relativ zu Nur-Virus-Kontrollen berechnet. Die Verdünnungskurven wurden als Mittelwert ± Standardabweichung der Neutralisierung dargestellt. IC50-Werte wurden in GraphPad Prism berechnet. Die ID50-Werte innerhalb der Gruppen wurden als GMT zusammengefasst und statistische Vergleiche zwischen den Gruppen mithilfe von Wilxocon-Ranking-Sign-Tests durchgeführt. Darüber hinaus wurden die Auswirkungen der Mutationen auf die neutralisierende Wirkung der Seren als fache Änderung der ID50 des Wildtyps im Vergleich zum mutierten pseudotypisierten Virus ausgedrückt. Der statistische Unterschied in der mittleren Faltungsänderung zwischen den Gruppen wurde mithilfe eines zweiseitigen Student-T-Tests ermittelt.

Der Zusammenhang zwischen der Spike-assoziierten T-Zell-Reaktion, der Spike-spezifischen Antikörperantwort und der Serumneutralisierung wurde mithilfe der linearen Regression bestimmt. Die Pearson-Korrelationskoeffizienten zwischen diesen Variablen wurden mithilfe von Stata 13 ermittelt.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der Nature Research Reporting Summary, die mit diesem Artikel verlinkt ist.

Die in Abb. 4 und den erweiterten Datenabbildungen gezeigten Neutralisations- und Bioschicht-Interferometriedaten. 6–8 finden Sie in den Quelldaten für Abb. 4. Alle Sequenzen sind öffentlich verfügbar und wurden von http://gisaid.org heruntergeladen. Deduplizierte und unterabgetastete Daten sind unter https://github.com/StevenKemp/sequence_files/blob/main/vaccinepaper/with_background_subsampled_deduped_aligned_UKonly_484_vui.fasta.gz frei verfügbar. Weitere Daten sind auf Anfrage bei den entsprechenden Autoren erhältlich. Quelldaten werden mit diesem Dokument bereitgestellt.

Eine Korrektur zu diesem Artikel wurde veröffentlicht: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05103-3

Volz, E. et al. Übertragung der SARS-CoV-2-Linie B.1.1.7 in England: Erkenntnisse aus der Verknüpfung epidemiologischer und genetischer Daten. Vorabdruck unter https://doi.org/10.1101/2020.12.30.20249034 (2021).

Mulligan, MJ et al. Phase-I/II-Studie zum COVID-19-RNA-Impfstoff BNT162b1 bei Erwachsenen. Natur 586, 589–593 (2020).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Kemp, SA et al. Wiederkehrendes Auftreten und Übertragung einer SARS-CoV-2-Spike-Deletion H69/V70. Vorabdruck unter https://doi.org/10.1101/2020.12.14.422555 (2021).

Polack, FP et al. Sicherheit und Wirksamkeit des mRNA-COVID-19-Impfstoffs BNT162b2. N. engl. J. Med. 383, 2603–2615 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Wang, P. et al. Antikörperresistenz der SARS-CoV-2-Varianten B.1.351 und B.1.1.7. Natur https://doi.org/10.1038/s41586-021-03398-2 (2021).

Öffentliche Gesundheit England. PHE-Erklärung zur besorgniserregenden Variante und zur neuen untersuchten Variante. https://www.gov.uk/ Government/news/phe-statement-on-variant-of-concern-and-new-variant-under-investigation (2021).

Thomson, EC et al. Zirkulierende SARS-CoV-2-Spike-N439K-Varianten behalten ihre Fitness bei und umgehen gleichzeitig die Antikörper-vermittelte Immunität. Zelle 184, 1171–1187 (2021).

Artikel CAS Google Scholar

Greaney, AJ et al. Umfassende Kartierung von Mutationen in der SARS-CoV-2-Rezeptorbindungsdomäne, die die Erkennung durch polyklonale menschliche Plasmaantikörper beeinflussen. Zellwirtsmikrobe https://doi.org/10.1016/j.chom.2021.02.003 (2021).

Andreano, E. et al. SARS-CoV-2 entweicht in vitro aus einem stark neutralisierenden COVID-19-Rekonvaleszenzplasma. Vorabdruck unter https://doi.org/10.1101/2020.12.28.424451 (2020).

Kalyaanamoorthy, S., Minh, BQ, Wong, TKF, von Haeseler, A. & Jermiin, LS ModelFinder: schnelle Modellauswahl für genaue phylogenetische Schätzungen. Nat. Methoden 14, 587–589 (2017).

Artikel CAS Google Scholar

Starr, TN et al. Ein tiefes Mutationsscannen der SARS-CoV-2-Rezeptorbindungsdomäne zeigt Einschränkungen bei der Faltung und ACE2-Bindung. Zelle 182, 1295–1310 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Verschoor, CP et al. Die Titer des Mikroneutralisationstests korrelieren mit dem Schutz vor der saisonalen Influenza H1N1 und H3N2 bei Kindern. PLoS ONE 10, e0131531 (2015).

Artikel Google Scholar

Kulkarni, PS, Hurwitz, JL, Simões, EAF & Piedra, PA Ermittlung von Schutzkorrelaten für die Impfstoffentwicklung: Überlegungen für den Bereich der Impfstoffe gegen das Respiratory-Syncytial-Virus. Virales Immunol. 31, 195–203 (2018).

Artikel CAS Google Scholar

Goddard, NL, Cooke, MC, Gupta, RK & Nguyen-Van-Tam, JS Zeitpunkt der Einführung monoklonaler Antikörper zur saisonalen RSV-Prophylaxe im Vereinigten Königreich. Epidemiol. Infizieren. 135, 159–162 (2007).

Artikel CAS Google Scholar

Mercado, NB et al. Der einmalige Ad26-Impfstoff schützt vor SARS-CoV-2 bei Rhesusaffen. Natur 586, 583–588 (2020).

Artikel ADS CAS Google Scholar

McMahan, K. et al. Korrelate des Schutzes gegen SARS-CoV-2 bei Rhesusaffen. Natur 590, 630–634 (2021).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Muik, A. et al. Neutralisierung des Pseudovirus der SARS-CoV-2-Linie B.1.1.7 durch durch BNT162b2-Impfstoff hervorgerufene menschliche Seren. Wissenschaft https://doi.org/10.1126/science.abg6105 (2021).

Wu, K. et al. Der mRNA-1273-Impfstoff induziert neutralisierende Antikörper gegen Spike-Mutanten globaler SARS-CoV-2-Varianten. Vorabdruck unter https://doi.org/10.1101/2021.01.25.427948 (2021).

McCallum, M. et al. Die Antigenkartierung der N-terminalen Domäne zeigt eine Schwachstelle für SARS-CoV-2. Vorabdruck unter https://doi.org/10.1101/2021.01.14.426475 (2021).

Suryadevara, N. et al. Neutralisierende und schützende humane monoklonale Antikörper, die die N-terminale Domäne des SARS-CoV-2-Spike-Proteins erkennen. Vorabdruck unter https://doi.org/10.1101/2021.01.19.427324 (2021).

Also, WT et al. Die N-terminale Domäne des Spike-Glykoproteins vermittelt die SARS-CoV-2-Infektion durch Assoziation mit L-SIGN und DC-SIGN. Vorabdruck unter https://doi.org/10.1101/2020.11.05.369264 (2020).

Tegally, H. et al. Nachweis einer besorgniserregenden SARS-CoV-2-Variante in Südafrika. Natur https://doi.org/10.1038/s41586-021-03402-9 (2021).

Greaney, AJ et al. Vollständige Kartierung von Mutationen in der SARS-CoV-2-Spike-Rezeptor-Bindungsdomäne, die der Antikörpererkennung entgehen. Cell Host Microbe 29, 44–57 (2020).

Artikel Google Scholar

Weisblum, Y. et al. Entkommen Sie neutralisierenden Antikörpern durch SARS-CoV-2-Spike-Protein-Varianten. eLife 9, e61312 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Xiong, X. et al. Ein thermostabiler, geschlossener SARS-CoV-2-Spike-Protein-Trimer. Nat. Struktur. Mol. Biol. 27, 934–941 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Gregson, J. et al. Die Viruslast des Humanen Immundefizienzvirus-1 ist bei Personen mit der Reverse-Transkriptase-Mutation M184V/I während des virologischen Versagens der antiretroviralen Erstlinientherapie erhöht und mit der kompensatorischen Mutation L74I verbunden. J. Infizieren. Dis. 222, 1108–1116 (2019).

Artikel Google Scholar

Forloni, M., Liu, AY & Wajapeyee, N. Erstellen von Insertionen oder Deletionen mithilfe der Overlap-Extension-Polymerase-Kettenreaktion (PCR)-Mutagenese. Kalter Frühling Harb. Protokoll. https://doi.org/10.1101/pdb.prot097758 (2018).

Case, JB et al. Neutralisierender Antikörper und lösliche ACE2-Hemmung eines replikationskompetenten VSV-SARS-CoV-2 und eines klinischen Isolats von SARS-CoV-2. Cell Host Microbe 28, 475–485 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Naldini, L., Blömer, U., Gage, FH, Trono, D. & Verma, IM Effizienter Transfer, Integration und nachhaltige Langzeitexpression des Transgens in Gehirnen erwachsener Ratten, denen ein lentiviraler Vektor injiziert wurde. Proz. Natl Acad. Wissenschaft. USA 93, 11382–11388 (1996).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Gupta, RK et al. HIV-1-Gag in voller Länge bestimmt die Empfindlichkeit gegenüber Proteaseinhibitoren in In-vitro-Assays. AIDS 24, 1651–1655 (2010).

Artikel CAS Google Scholar

Kemp, SA et al. SARS-CoV-2-Entwicklung während der Behandlung chronischer Infektionen. Natur https://doi.org/10.1038/s41586-021-03291-y (2021).

Schmidt, F. et al. Messung der SARS-CoV-2-neutralisierenden Antikörperaktivität mithilfe pseudotypisierter und chimärer Viren. J. Exp. Med. 217, e20201181 (2020).

Artikel Google Scholar

Mlcochova, P. et al. Kombinierter Point-of-Care-Nukleinsäure- und Antikörpertest auf SARS-CoV-2 nach Auftreten der D614G-Spike-Variante. Cell Rep. Med. 1, 100099 (2020).

Artikel Google Scholar

Corti, D. et al. Ein aus Plasmazellen ausgewählter neutralisierender Antikörper, der an Influenza-A-Hämagglutinine der Gruppen 1 und 2 bindet. Wissenschaft 333, 850–856 (2011).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Pinto, D. et al. Kreuzneutralisierung von SARS-CoV-2 durch einen menschlichen monoklonalen SARS-CoV-Antikörper. Natur 583, 290–295 (2020).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Tortorici, MA et al. Hochwirksame menschliche Antikörper schützen über mehrere Mechanismen vor der SARS-CoV-2-Herausforderung. Wissenschaft 370, 950–957 (2020).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Piccoli, L. et al. Kartierung neutralisierender und immundominanter Stellen auf der SARS-CoV-2-Spike-Rezeptor-Bindungsdomäne durch strukturgesteuerte hochauflösende Serologie. Zelle 183, 1024–1042 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Walls, AC et al. Auslösung starker neutralisierender Antikörperreaktionen durch entwickelte Protein-Nanopartikel-Impfstoffe gegen SARS-CoV-2. Zelle 183, 1367–1382 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Shu, Y. & McCauley, J. GISAID: Globale Initiative zum Austausch aller Influenza-Daten – von der Vision zur Realität. Euro-Überwachung. 22, 30494 (2017).

Artikel Google Scholar

Katoh, K. & Standley, DM MAFFT Multiple Sequence Alignment Software Version 7: Verbesserungen bei Leistung und Benutzerfreundlichkeit. Mol. Biol. Entwicklung 30, 772–780 (2013).

Artikel CAS Google Scholar

Minh, BQ et al. IQ-TREE 2: Neue Modelle und effiziente Methoden zur phylogenetischen Inferenz im genomischen Zeitalter. Mol. Biol. Entwicklung 37, 1530–1534 (2020).

Artikel CAS Google Scholar

Minh, BQ, Nguyen, MA & von Haeseler, A. Ultraschnelle Näherung für phylogenetischen Bootstrap. Mol. Biol. Entwicklung 30, 1188–1195 (2013).

Artikel CAS Google Scholar

Referenzen herunterladen

Wir danken der Abteilung für Arbeitsmedizin des Cambridge University Hospitals NHS Trust; die NIHR Cambridge Clinical Research Facility und Mitarbeiter an der CUH; E. Lim und G. Okecha; J. Voss für die Schenkung von HeLa-Zellen, die ACE2 stabil exprimieren. RKG wird durch ein Wellcome Trust Senior Fellowship in Clinical Science (WT108082AIA) unterstützt. LEM wird durch einen Medical Research Council Career Development Award (MR/R008698/1) unterstützt. SAK wird von der Bill and Melinda Gates Foundation über den PANGEA-Zuschuss OPP1175094 unterstützt. DAC wird durch ein Wellcome Trust Clinical PhD Research Fellowship unterstützt. KGCS ist Träger eines Wellcome Investigator Award (200871/Z/16/Z). Diese Forschung wurde vom Cambridge Biomedical Research Centre des National Institute for Health Research (NIHR), der Cambridge Clinical Trials Unit (CCTU) und der NIHR BioResource unterstützt. Diese Studie wurde vom National Institute of General Medical Sciences (R01GM120553 an DV), dem National Institute of Allergy and Infectious Diseases (DP1AI158186 und HHSN272201700059C an DV), einem Pew Biomedical Scholars Award (DV) und einem Investigators in the Pathogenesis of Infectious unterstützt Disease Awards vom Burroughs Wellcome Fund (DV) und Fast Grants (DV). Die geäußerten Ansichten sind die der Autoren und nicht unbedingt die des NIHR oder des Ministeriums für Gesundheit und Soziales. IATMF wird durch einen SANTHE-Preis (DEL-15-006) finanziert.

Die folgenden Autoren haben gleichermaßen beigetragen: Dami A. Collier, Anna De Marco, Isabella ATM Ferreira, Bo Meng, Rawlings P. Datir

Diese Autoren haben diese Arbeit gemeinsam betreut: Davide Corti, Ravindra K. Gupta

Cambridge Institute of Therapeutic Immunology & Infectious Disease, Cambridge, Großbritannien

Dami A. Collier, Isabella ATM Ferreira, Bo Meng, Rawlings P. Former, Steven A. Kemp, Kenneth GC Smith und Ravindra K. Gupta

Medizinische Fakultät, Universität Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Dami A. Collier, Isabella ATM Ferreira, Bo Meng, Rawlings P. Datir, Steven A. Kemp, Stephen Baker, Gordon Dougan, Christoph Hess, Paul J. Lehner, Paul A. Lyons, Nicholas J. Matheson, James ED Thaventhiran, Michael P. Weekes, Ben Bullman, Kelvin Hunter, Federica Mescia, Nicole Pond, Laura Bergamaschi, Ariana Betancourt, Georgie Bower, Chiara Cossetti, Madeline Epping, Andrew Hinch, Veronika Romashova, Lori Turner, Kenneth GC Smith, John R. Bradley, Catherine Ludden, Ewan M. Harrison, Dinesh Aggarwal, Alessandro M. Carabelli, Michael H. Spencer Chapman, Chris Ruis, Sharon J. Peacock, Beth Blane, Sophia T. Girgis, Katherine L. Bellis, Nazreen F. Hadjirin, Leanne M . Kermack, Michael R. Chapman, Sophie Palmer, Carol M. Churcher, Ellena Brooks, Kim S. Smith, Katerina Galai, Georgina M. McManus, Danielle Leek, Sushmita Sridhar, Sally Forrest, Claire Cormie, Harmeet K. Gill, Joana Dias, Ellen E. Higginson, Mailis Maes, Jamie Young, Elias Allara, Clare Pearson, Mark Wills und Ravindra K. Gupta

Abteilung für Infektion und Immunität, University College London, London, Großbritannien

Dami A. Collier, Rawlings P. Datir, Steven A. Kemp, Stephen Baker, Gordon Dougan, Christoph Hess, Paul J. Lehner, Paul A. Lyons, Nicholas J. Matheson, Charlotte Summers, James ED Thaventhiran, Mark Toshner, Benjamin J. Dunmore, Stefan Gräf, Josh Hodgson, Christopher Huang, Kelvin Hunter, Ekaterina Legchenko, Cecilia Matara, Jennifer Martin, Federica Mescia, Ciara O'Donnell, Linda Pointon, Nicole Pond, Joy Shih, Rachel Sutcliffe, Tobias Tilly, Carmen Treacy , Zhen Tong, Jennifer Wood, Laura Bergamaschi, Ariana Betancourt, Georgie Bower, Chiara Cossetti, Aloka De Sa, Madeline Epping, Andrew Hinch, Sarah Jackson, Isobel Jarvis, Daniel Lewis, Joe Marsden, Georgina Okecha, Ommar Omarjee, Marianne Perera, Nathan Richoz, Veronika Romashova, Natalia Savinykh Yarkoni, Rahul Sharma, Lori Turner, Eckart MDD De Bie, Katherine Bunclark, Michael Mackay, Mayurun Selvan, Laura E. McCoy und M. Estee Torok

Humabs Biomed SA, eine Tochtergesellschaft von Vir Biotechnology, Bellinzona, Schweiz

Anna De Marco, Jessica Bassi, Dora Pinto, Chiara Silacci-Fregni, Siro Bianchi, Katja Culap, Stefano Jaconi, Elisabetta Cameroni, Matteo S. Pizzuto, Antonio Lanzavecchia, Luca Piccoli und Davide Corti

Abteilung für Biochemie, University of Washington, Seattle, WA, USA

Alexandra C. Walls, M. Alejandra Tortorici, John Bowen und David Veesler

Vir Biotechnology, San Francisco, Kalifornien, USA

György Snell und Herbert W. Virgin

Klinik für Innere Medizin und Infektionskrankheiten, Clinica Luganese Moncucco, Lugano, Schweiz

Alessandra Franzetti Pellanda & Christian Garzoni

Abteilung für Infektionskrankheiten, Luigi-Sacco-Krankenhaus, Universität Mailand, Mailand, Italien

Agostino Riva

NIHR Cambridge Clinical Research Facility, Cambridge, Großbritannien

Anne Elmer

NIHR Bioresource, Cambridge, Großbritannien

Nathalie Kingston, Barbara Graves und John R. Bradley

University of Kent, Canturbury, Großbritannien

Nathalie Kingston, Stefan Gräf, John Allison, Helen Butcher, Daniela Caputo, Debbie Clapham-Riley, Eleanor Dewhurst, Anita Furlong, Barbara Graves, Jennifer Gray, Tasmin Ivers, Mary Kasanicki, Emma Le Gresley, Rachel Linger, Sarah Meloy, Francesca Muldoon , Nigel Ovington, Sofia Papadia, Isabel Phelan, Hannah Stark, Kathleen E. Stirrups, Paul Townsend, Neil Walker, Jennifer Webster und Nigel Temperton

Abteilung für klinische Biochemie und Immunologie, Addenbrooke's Hospital, Cambridge, Großbritannien

Lourdes Ceron-Gutierrez, Gabriela Barcenas-Morales & Rainer Doffinger

Immunologisches Labor, UNAM, Cuautitlán, Mexiko

Gabriela Barcenas-Morales

Institut für Biodiversität, Universität Glasgow, Glasgow, Großbritannien

William Harvey

Abteilung für Hämatologie, Universität Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Nathalie Kingston, Willem H. Owehand, Stefan Gräf, Luca Stefanucci, Jonathan Stephens, John Allison, Nigel Ovington, Kathleen E. Stirrups, Paul Townsend, Neil Walker, Chris Jackson, Rainer Doffinger und Ravindra K. Gupta

Universität KwaZulu Natal, Durban, Südafrika

Ravindra K. Gupta

Africa Health Research Institute, Durban, Südafrika

Ravindra K. Gupta

Abteilung für Infektionskrankheiten, Cambridge University Hospitals NHS Trust, Cambridge, Großbritannien

Ravindra K. Gupta

Departement Biomedizin, Universität Basel und Universitätsspital Basel, Basel, Schweiz

Christoph Heß

Botnar Research Center for Child Health (BRCCH), Universität Basel & ETH Zürich, Basel, Schweiz

Christoph Heß

Cambridge Clinical Research Centre, NIHR Clinical Research Facility, Cambridge University Hospitals NHS Foundation Trust, Addenbrooke's Hospital, Cambridge, Großbritannien

Caroline Saunders, Ashlea Bucke, Jo Calder, Laura Canna, Jason Domingo, Anne Elmer, Stewart Fuller, Sarah Hewitt, Jane Kennet, Sherly Jose, Jenny Kourampa, Anne Meadows, Jane Price, Cherry Publico, Rebecca Rastall, Carla Ribeiro, Jane Rowlands , Valentina Ruffolo & Hugo Tordesillas

Herz- und Lungenforschungsinstitut, Cambridge, Großbritannien

Charlotte Summers & Mark Toshner

Royal Papworth Hospital NHS Foundation Trust, Cambridge, Großbritannien

Charlotte Summers, Mark Toshner, Ali Ansaripour, Alice Michael, Lucy Mwaura, Caroline Patterson und Gary Polwarth

Addenbrooke's Hospital, Cambridge, Großbritannien

Charlotte Summers, Petra Polgarova, Giovanni di Stefano und Mary Kasanicki

MRC Toxicology Unit, School of Biological Sciences, University of Cambridge, Cambridge, Großbritannien

James ED Thaventhiran

Medizinische Fakultät, Universität Cardiff, Cardiff, Großbritannien

Julie Harris, Criona O'Brien, Thomas R. Connor, Anna Price, Joel Southgate, Christine Kitchen, Huw Gulliver, Ian Merrick, Martyn Guest, Robert Munn, Angela Marchbank, Trudy Workman, William Fuller und Catherine Bresner

Cambridge Institute for Medical Research, Cambridge, Großbritannien

Stuart Fawke

Abteilung für Veterinärmedizin, Cambridge, Großbritannien

Emma Jones

Abteilung für Biochemie, Universität Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Marta Wylot

Cancer Research UK, Cambridge Institute, Universität Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Richard Grenfell und Mateusz Strezlecki

Abteilung für Geburtshilfe und Gynäkologie, Rosie Entbindungsklinik, Cambridge, Großbritannien

Oisin Huhn

Zentrum für Enzyminnovation, University of Portsmouth (PORT), Portsmouth, Großbritannien

Francesca Nice, Samuel C. Robson und Angela H. Beckett

Institut für Mikrobiologie und Infektion, Universität Birmingham, Birmingham, Großbritannien

Masa Josipovic, Nicholas J. Loman, Sam Nicholls, Claire McMurray, Alan McNally, Joshua Quick, Radoslaw Poplawski, Joanne Stockton und Will Rowe

Abteilung für Chirurgie, Addenbrooke's Hospital, Cambridge, Großbritannien

Sabrina Rossi & Cissy Yong

Biochemie und Molekulargenetik, University of Colorado School of Medicine, Aurora, CO, USA

Sarah Spencer

Cambridge and Peterborough Foundation Trust, Fulbourn Hospital, Fulbourn, Großbritannien

Codie Fahey & Rachel Michel

Australian National Phenome Centre, Murdoch University, Murdoch, Westaustralien, Australien

Se-How Bong

Zentrum für Molekulare Medizin und innovative Therapeutika, Health Futures Institute, Murdoch University, Perth, Westaustralien, Australien

Jerome D. Coudert

Zentrum für Computer- und Systemmedizin, Health Futures Institute, Murdoch University, Perth, Westaustralien, Australien

Elaine Holmes

Abteilung für öffentliche Gesundheit und Grundversorgung, School of Clinical Medicine, University of Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Helen Butcher, Daniela Caputo, Debbie Clapham-Riley, Eleanor Dewhurst, Anita Furlong, Barbara Graves, Jennifer Gray, Tasmin Ivers, Emma Le Gresley, Rachel Linger, Sarah Meloy, Francesca Muldoon, Sofia Papadia, Isabel Phelan, Hannah Stark und Jennifer Webster

Public Health Wales NHS Trust, Cardiff, Großbritannien

Thomas R. Connor, Sally Corden, Catherine Moore, Joanne Watkins, Matthew Bull, Nicole Pacchiarini, Simon Cottrell, Sara Rey, David Heyburn, Chris Williams, Malorie Perry, Noel Craine, Alec Birchley, Alexander Adams, Amy Plimmer, Bree Gatica- Wilcox, Caoimhe McKerr, Ember Hilvers, Hannah Jones, Hibo Asad, Jason Coombes, Johnathan M. Evans, Laia Fina, Lauren Gilbert, Lee Graham, Michelle Cronin, Sara Kumziene-Summerhayes, Sarah Taylor, Sophie Jones, Joel Southgate, Giri Shankar , Rachel Jones, Robin Howe, Alisha Davies, Elen De Lacy, Fatima Downing, Sue Edwards, Laura Gifford, Mari Morgan und Amy Gaskin

Nuffield Department of Medicine, Universität Oxford, Oxford, Großbritannien

Tanya Golubchik, David Bonsall und Christophe Fraser

Abteilung für Virologie, King's College London, London, Großbritannien

Rocio T. Martinez Nunez & Themoula Charalampous

Abteilung für Pathogengenomik, Wellcome Sanger Institute, London, Großbritannien

Ian Johnston, David K. Jackson, Ewan M. Harrison, Sonia Goncalves, Rich Livett, Roberto Amato, Jeff Barrett, Dinesh Aggarwal, Cordelia F. Langford, John Sillitoe, Dominic Kwiatkowski, Mara Lawniczak, Alex Alderton, Inigo Martincorena, Andrew R . Bassett, Cristina V. Ariani, Michael H. Spencer Chapman, Laura Letchford, Steve Palmer, Danni Weldon, Naomi R. Park, Karen Oliver, Steven Leonard, Jillian Durham, Robert Davies, Mathew A. Beale, Katherine L. Bellis, Matthew J. Dorman, Eleanor Drury, Leanne Kane, Sally Kay, Samantha McGuigan, Rachel Nelson, Liam Prestwood, Shavanthi Rajatileka, Robin J. Moll, Marina Gourtovaia, Gerry Tonkin-Hill, Kevin Lewis, Jaime M. Tovar-Corona, Keith James, Jon-Paul Keatley, John Danesh, Michael R. Chapman, Charlotte Beaver, Luke Foulser, Sushmita Sridhar, Dorota Jamrozy, Stephanie Lo, Minal Patel, Emma Betteridge, Ben W. Farr, Scott Goodwin, Michael A. Quail, Carol Scott, Lesley Shirley, Scott AJ Thurston, Diana Rajan, Iraad F. Bronner, Louise Aigrain, Nicholas M. Redshaw, Stefanie V. Lensing, Shane McCarthy, Alex Makunin, James Bonfield, Christoph Puethe, Andrew Whitwham und Jennifier Liddle

Medizinische Fakultät, Universität Brighton, Brighton, Großbritannien

Colin P. Smith, Giselda Bucca und Andrew R. Hesketh

Genomics Innovation Department, Guy's and St Thomas' NHS Foundation Trust, London, Großbritannien

Ali R. Awan und Chloe L. Fisher

Abteilung für Infektionskrankheiten, Cambridge University Hospitals NHS Foundation Trust, Cambridge, Großbritannien

M. Estee Torok & William L. Hamilton

Abteilung für Mikrobiologie, Cambridge University Hospitals NHS Foundation Trust, Cambridge, Großbritannien

M. Estee Torok & William L. Hamilton

Abteilung für Medizin, University Hospital Southampton NHS Foundation Trust, Southampton, Großbritannien

Kordo Saeed, Jacqui A. Prieto, Siona Silveira, Emanuela Pelosi, Eleri Wilson-Davies, Adhyana IK Mahanama, Buddhini Samaraweera und Sarah Jeremiah

School of Medicine, Department of Medicine, University of Southampton, Southampton, Großbritannien

Kordo Saeed

School of Health Sciences, Department of Medicine, University of Southampton, Southampton, Großbritannien

Jacqui A. Prieto

Abteilung für klinische Infektions- und Diagnostikforschung, St. Thomas' Hospital und Kings College London, London, Großbritannien

Luke B. Snell und Amita Patel

Belfast Health & Social Care Trust, Belfast, Großbritannien

Derek J. Fairley, James P. McKenna und Tanya Curran

Medizinische Fakultät, Queen's University Belfast, Belfast, Großbritannien

Derek J. Fairley, David A. Simpson, Declan T. Bradley, Zoltan Molnar, Thomas Thompson und Erwan Acheson

Deep Seq Department, School of Life Sciences, Queens Medical Centre, University of Nottingham, Nottingham, Großbritannien

Matthew W. Loose, Nadine Holmes, Christopher Moore, Matthew Carlile, Victoria Wright, Fei Sang und Johnny Debebe

NHS Foundation Trust der East Kent Hospitals University, Canterbury, Großbritannien

Samuel Moses & Hannah Lowe

Medizinische Fakultät, University of Kent, Canterbury, Großbritannien

Samuel Moses

Zentrum für Biotechnologie in der gebauten Umwelt, Northumbria University, Newcastle-Upon-Tyne, Großbritannien

Darren L. Smith, Matthew Bashton und Gregory R. Young

Medizinische Fakultät, Northumbria University, Newcastle-Upon-Tyne, Großbritannien

Darren L. Smith, Matthew Bashton, Andrew Nelson, Gregory R. Young, Clare M. McCann und Wen C. Yew

NU-OMICS, Northumbria University, Newcastle-upon-Tyne, Großbritannien

Darren L. Smith, Andrew Nelson und Clare M. McCann

Zentrum für genomische Pathogenüberwachung, Universität Oxford, Oxford, Großbritannien

David M. Aanensen, Anthony P. Underwood, Corin A. Yeats, Khalil Abudahab, Ben EW Taylor und Mirko Menegazzo

Labor für klinische Mikrobiologie und öffentliche Gesundheit, Public Health England, Cambridge, Großbritannien

Martin D. Curran & Surendra Parmar

Public Health England, London, Großbritannien

Dinesh Aggarwal, Husam Osman, Meera Chand, Sharon J. Peacock, Esther Robinson, Peter Muir, Ian B. Vipond, Andrew Bosworth, Hannah M. Pymont, Stephanie Hutchings, Alicia Thornton, Richard Myers, Ian Harrison, Chloe Bishop, Vicki Chalker , Richard Hopes, Nicholas W. Machin, Shazaad SY Ahmad, Angie Lackenby, Tamyo Mbisa, Steven Platt, Shahjahan Miah, David Bibby, Carmen Manso, Jonathan Hubb, Gavin Dabrera, Mary Ramsay, Daniel Bradshaw, Ulf Schaefer, Natalie Groves, Eileen Gallagher, David Lee, David Williams, Nicholas Ellaby, Hassan Hartman, Nikos Manesis, Vineet Patel, Juan Ledesma, Katherine A. Twohig, Elias Allara und Clare Pearson

MRC – University of Glasgow Centre for Virus Research, Glasgow, Großbritannien

James G. Shepherd, Emma C. Thomson, David L. Robertson, Kathy K. Li, Rajiv N. Shah, Natasha G. Jesudason, Ana da Silva Filipe, Igor Starinskij, Richard J. Orton, Joseph Hughes, Sreenu Vattipally, Joshua B. Singer, Patawee Asamaphan, Marc O. Niebel, Lily Tong, Alice Broos, Daniel Mair, Jenna Nichols, Stephen N. Carmichael, Kyriaki Nomikou, Elihu Aranday-Cortes, Natasha Johnson und Seema Nickbakhsh

Universität Sheffield, Sheffield, Großbritannien

Matthew D. Parker, Because I. de Silva, Dennis Wang, Matthew Wyles, Danielle C. Groves, Peijun Zhang, Marta Gallis, Stavroula F. Louka, Benjamin B. Lindsey, Timothy M. Freeman, Nikki Smith, Alexander J. Keeley , David G. Partridge, Mohammad Raza, Cariad Evans, Kate Johnson, Adrienn Angyal, Luke R. Green, Paul J. Parsons, Rachel M. Tucker, Rebecca Brown und Max Whiteley

Portsmouth Hospitals University NHS Trust, Portsmouth, Großbritannien

Sharon Glaysher, Anoop J. Chauhan, Scott Elliott, Kelly Bicknell, Sarah Wyllie, Allyson Lloyd und Robert Impey

School of Pharmacy and Biomedical Sciences, University of Portsmouth (PORT), Portsmouth, Großbritannien

Katie F. Loveson, Salman Goudarzi, Christopher Fearn, Kate Cook, Hannah Dent und Hannah Paul

NHS Lothian, Edinburgh, Großbritannien

Kate E. Templeton, Martin P. McHugh, Rebecca Dewar und Elizabeth Wastenge

Universität Edinburgh, Edinburgh, Großbritannien

Kate E. Templeton, Andrew Rambaut, Stefan Rooke, Áine O'Toole, Thomas Williams, Verity Hill, Carlos E. Balcazar, Michael D. Gallagher, Kathleen A. Williamson und Thomas D. Stanton

Medizinische Fakultät, Universität Oxford, Oxford, Großbritannien

Dominic Kwiatkowski

Quadram Institute Bioscience, Norwich, Großbritannien

Justin O'Grady, Andrew J. Page, Gemma L. Kay, Nabil-Fareed Alikhan, Alexander J. Trotter, Leonardo de Oliveira Martins, Alison E. Mather, Lizzie Meadows, David J. Baker, Steven Rudder, Alp Aydin und Thanh Le-Viet

Medizinische Fakultät, University of East Anglia, Norwich, Großbritannien

Justin O'Grady und Rose K. Davidson

Public Health Scotland, Glasgow, Großbritannien

Matthew TG Holden, Sharif Shaaban und Seema Nickbakhsh

Heartlands Hospital, Birmingham, Großbritannien

Husam Osman, Esther Robinson, Andrew Bosworth und Li Xu-McCrae

Abteilung für Medizin, Oxford University Hospitals NHS Foundation Trust, Oxford, Großbritannien

Monique Andersson, Anita Justice, Timothy Peto, David Eyre und Derrick Crook

Abteilung für Medizin, Brighton and Sussex University Hospitals NHS Trust, Brighton, Großbritannien

Mohammed O. Hassan-Ibrahim, Cassandra S. Malone und Benjamin J. Cogger

Medizinische Fakultät, University of Warwick, Warwick, Großbritannien

Chrystala Constantinidou, Meera Unnikrishnan, Richard Stark, Sascha Ott, Laura Baxter, Mohammad T. Alam, Jeffrey KJ Cheng, Hannah E. Bridgewater, Lucy R. Frost, Grace Taylor-Joyce und Paul E. Brown

Medizinische Fakultät, Universität Liverpool, Liverpool, Großbritannien

Alistair C. Darby, Julian A. Hiscox, Steve Paterson, Miren Iturriza-Gomara, Anita O. Lucaci, Sam T. Haldenby, Kathryn A. Jackson, Lance Turtle, Edith E. Vamos, Margaret Hughes, Lucille Rainbow, Richard Eccles, Charlotte Nelson, Mark Whitehead, Richard Gregory, Matthew Gemmell, Claudia Wierzbicki und Hermine J. Webster

Abteilung für Medizin, Imperial College London, London, Großbritannien

Erik M. Volz, Manon Ragonnet-Cronin, Fabricia F. Nascimento, David Jorgensen, Olivia Boyd, Lily Geidelberg, Aileen Rowan, Graham P. Taylor, Igor Siveroni und Rob Johnson

Institut für Zoologie, Universität Oxford, Oxford, Großbritannien

Oliver G. Pybus, Louis du Plessis, Alex E. Zarebski, Jayna Raghwani, Moritz UG Kraemer, Stephen W. Attwood, Sarah Francois, Tetyana I. Vasylyeva, Navy Staircase Zamudio und Bernardo Gutierrez

Newcastle Hospitals NHS Foundation Trust, Newcastle-upon-Tyne, Großbritannien

Yusri Taha, Jennifer Collins, Gary Eltringham, Brendan AI Payne, Shirelle Burton-Fanning und Sheila Waugh

Abteilung für Virologie, Abteilung für Pathologie, Universität Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Aminu S. Jahun, Myra Hosmillo, Grant Hall, Yasmin Chaudhry, Malte L. Pinckert und Iliana Georgana

Universitätskliniken Coventry und Warwickshire, Coventry, Großbritannien

Sarojini Pandey, Dimitris Grammatopoulos, Lisa Berry und Katie Jones

Universität Exeter, Exeter, Großbritannien

Ben Temperton, Stephen L. Michell, Aaron R. Jeffries, Jane AH Masoli, Bridget A. Knight, Christopher R. Jones, Claire M. Bewshea, Sian Ellard, Michelle L. Michelsen, Joanna Warwick-Dugdale, Robin Manley, Audrey Farbos , James W. Harrison, Christine M. Sambles und David J. Studholme

University College London, London, Großbritannien

Sunando Roy, Judith Breuer, Rachel J. Williams, Mark Christiansen, Charlotte A. Williams, John A. Hartley, Adam P. Westhorpe, Riaz Janno, Helen L. Lowe, Angeliki Karamani, Leah Ensell, Marius Cotic und Nadua Bayzid

Wellcome Centre for Human Genetics, Nuffield Department of Medicine, Universität Oxford, Oxford, Großbritannien

Mariateresa de Cesare, John A. Todd, David Buck, Angie Green, Amy Trebes und George MacIntyre-Cockett

Betsi Cadwaladr University Health Board, Betsi Cadwaladr, Großbritannien

Helen Adams

School of Biological Sciences, University of Portsmouth (PORT), Portsmouth, Großbritannien

Yann Bourgeois und Garry P. Scarlett

Warwick Medical School und Institute of Precision Diagnostics, Pathology, UHCW NHS Trust, Warwick, Großbritannien

Dimitris Grammatopoulos

Zentrum für klinische Infektions- und Diagnoseforschung, Abteilung für Infektionskrankheiten, Guy's and St Thomas' NHS Foundation Trust, London, Großbritannien

Jonathan Edgeworth, Rahul Batra, Themoula Charalampous und Gaia Nebbia

Great Ormond Street Hospital for Children NHS Foundation Trust, London, Großbritannien

Judith Breuer, Kathryn Ann Harris, Julianne Rose Brown, Nathaniel Storey, Divya Shah, Laura Atkinson und Jack CD Lee

Gesundheitsamt der Cardiff and Vale University, Cardiff, Großbritannien

Michaela John, Sian Morgan, Joshua Maksimovic, Karla Spellman, Kathryn McCluggage, Robert Beer und Safiah Afifi

Schlüsselfertiges Labor, Universität Birmingham, Birmingham, Großbritannien

Alan McNally, Angus Best, Benita Percival, Jeremy Mirza, Oliver Megram, Megan Mayhew, Liam Crawford, Fiona Ashcroft, Emma Moles-Garcia und Nicola Cumley

Gloucestershire Hospitals NHS Foundation Trust, Gloucester, Großbritannien

John Boyes

Abteilung für Mikrobiologie, Wye Valley NHS Trust, Hereford, Großbritannien

Venkat Sivaprakasam, Fenella Halstead und Wendy Hogsden

Sandwell und West Birmingham NHS Trust, Birmingham, Großbritannien

Tranprit Salluja, Melisa Louise Fenton, Ashok Dadrah und Amanda Symmonds

Norfolk und Norwich University Hospital, Norwich, Großbritannien

Samir Dervisevic, Emma J. Meader, Rachael Stanley und Lindsay Coupland

Royal Devon und Exeter NHS Foundation Trust, Exeter, Großbritannien

Jane AH Masoli, Bridget A. Knight, Christopher R. Jones, Sian Ellard und Cressida Auckland

Barking, Havering und Redbridge University Hospitals NHS Trust, Barking, Großbritannien

Cherian Koshy & Amy Ash

Queen Elizabeth Hospital, Birmingham, Großbritannien

Anna Casey und Liz Ratcliffe

Abteilung für Mikrobiologie, Kettering General Hospital, Kettering, Großbritannien

Thomas Davis, Sahar Eldirdiri und Anita Kenyon

Klinische Mikrobiologie, University Hospitals of Leicester NHS Trust, Leicester, Großbritannien

Christopher Holmes, Paul Bird, Thomas Helmer, Karlie Fallon und Julian Tang

Imperial College Hospitals NHS Trust, London, Großbritannien

Paul Anthony Randell, Alison Cox, Pinglawathee Madona, Alison Holmes, James Price, Siddharth Mookerjee und Frances Bolt

North West London Pathology, London, Großbritannien

Paul Anthony Randell, Alison Cox und Pinglawathee Madonna

Royal Free NHS Trust, London, Großbritannien

Tabitha W. Mahungu, Dianne Irish-Tavares, Tanzina Haque, Jennifer Hart und Eric Witele

South Tees Hospitals NHS Foundation Trust, Newcastle-upon-Tyne, Großbritannien

Steven Liggett, Paul Baker, Stephen Bonner und Sarah Essex

North Cumbria Integrated Care NHS Foundation Trust, Carlisle, Großbritannien

Clive Graham, Edward Barton, Debra Padgett und Garren Scott

North Tees und Hartlepool NHS Foundation Trust, Stockton-on-Tees, Großbritannien

Emma Swindells und Jane Greenaway

County Durham und Darlington NHS Foundation Trust, Durham, Großbritannien

Sharon Campbell, Veena Raviprakash, Nicola Sheriff, Victoria Blakey und Lesley-Anne Williams

Virologie, School of Life Sciences, Queens Medical Centre, University of Nottingham, Nottingham, Großbritannien

Patrick C. McClure, Joseph G. Chappell, Theocharis Tsoleridis und Jonathan Ball

Abteilung für klinische Mikrobiologie, Queens Medical Centre, Nottingham, Großbritannien

Gemma Clark, Carl Jones, Wendy Smith, Manjinder Khakh, Vicki M. Fleming, Michelle M. Lister, Hannah C. Howson-Wells, Louise Berry, Tim Boswell, Amelia Joseph und Iona Willingham

PathLinks, Northern Lincolnshire & Goole NHS Foundation Trust, Scunthorpe, Großbritannien

Tim J. Sloan, Nichola Duckworth und Sarah Walsh

Basingstoke Hospital, Basingstoke, Großbritannien

Jessica Lynch, Emma Wise, Nathan Moore, Matilde Mori, Nick Cortes und Stephen Kidd

Universität Surrey, Guildford, Großbritannien

Jessica Lynch, Emma Wise, Nathan Moore, Matilde Mori, Nick Cortes und Stephen Kidd

Cambridge University Hospitals NHS Foundation Trust, Cambridge, Großbritannien

Ben Warne

Swansea University, Swansea, Großbritannien

Ronan A. Lyons

Gesundheitsministerium, Colombo, Sri Lanka

Adhyana IK Mahanama & Buddhini Samaraweera

Cambridge Stem Cell Institute, Universität Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Nicola Reynolds und Michelle Wantoch

Liverpool Clinical Laboratories, Liverpool, Großbritannien

Jenifer Mason, Trevor I. Robinson, Elaine O'Toole, Joanne Watts, Cassie Breen und Angela Cowell

NIHR Health Protection Research Unit in HCAI und AMR, Imperial College London, London, Großbritannien

Alison Holmes, James Price, Siddharth Mookerjee und Frances Bolt

Health Data Research UK Cambridge, Cambridge, Großbritannien

Michael R. Chapman

Hampshire Hospitals NHS Foundation Trust, Winchester, Großbritannien

Gabrielle Vernet & Rebecca Williams

Public Health Agency, London, Großbritannien

Declan T. Bradley und Tim Wyatt

Abteilung für Infektionsbiologie, Fakultät für Infektions- und Tropenkrankheiten, London School of Hygiene & Tropical Medicine, London, Großbritannien

Francis Coll

Universität Birmingham, Birmingham, Großbritannien

Alex Richter & Andrew Beggs

Westlich von Schottland spezialisiertes Virologiezentrum, NHS Greater Glasgow und Clyde, Glasgow, Großbritannien

Rory N. Gunson

NHS Greater Glasgow und Clyde, Glasgow, Großbritannien

Amanda Bradley, Alasdair Maclean, Guy Mollett und Rachel Blacow

National Infection Service, PHE und Leeds Teaching Hospitals Trust, Leeds, Großbritannien

Antony D. Hale, Louissa R. Macfarlane-Smith, Katherine L. Harper und Holli Carden

Manchester University NHS Foundation Trust, Manchester, Großbritannien

Nicholas W. Machin, Shazaad SY Ahmad und Ryan P. George

Guy's und St. Thomas' Hospitals, London, Großbritannien

Adela Alcolea-Medina

Viapath, Guy's and St Thomas' NHS Foundation Trust und King's College Hospital NHS Foundation Trust, London, Großbritannien

Adela Alcolea-Medina, Alberto C. Cerda, Tammy V. Merrill und Rebekah E. Wilson

Health Services Laboratories, London, Großbritannien

Lisa J. Levett, Judith Heaney, Wendy Chatterton und Monika Pusok

Maidstone und Tunbridge Wells NHS Trust, Maidstone, Großbritannien

Graciela Sluga

Gateshead Health NHS Foundation Trust, Gateshead, Großbritannien

Jonathan Moore und Susanne Stonehouse

Norfolk County Council, Norwich, Großbritannien

Louise Smith

East Suffolk und North Essex NHS Foundation Trust, Ipswich, Großbritannien

Luke Bedford

Medizinische Fakultät, University of Southampton, Southampton, Großbritannien

Matilda Mori

Abteilung für Mikrobiologie, Princess Alexandra Hospital, Harlow, Großbritannien

Nick Levene und Lynn Monaghan

Sheffield Teaching Hospitals, Sheffield, Großbritannien

David G. Partridge, Mohammad Raza, Cariad Evans und Kate Johnson

Institut für Biodiversität, Tiergesundheit und vergleichende Medizin, Glasgow, Großbritannien

Katherine L. Smollett

Abteilung für Infektionskrankheiten, King's College London, London, Großbritannien

Adrian W. Signell, Gilberto Betancor und Harry D. Wilson

Guy's und St. Thomas' BRC, London, Großbritannien

Flavia Flaviani

Wellcome Sanger Centre, Hinxton, Großbritannien

Steven Rushton, Sarah O'Brien, Irina Abnizova, Louise Aigrain, Alex Alderton, Mozam Ali, Laura Allen, Roberto Amato, Ralph Anderson, Cristina Ariani, Siobhan Austin-Guest, Sendu Bala, Jeffrey Barrett, Andrew Bassett, Kristina Battleday, James Beal, Mathew Beale, Charlotte Beaver, Sam Bellany, Tristram Bellerby, Katie Bellis, Duncan Berger, Matt Berriman, Emma Betteridge, Paul Bevan, Simon Binley, Jason Bishop, Kirsty Blackburn, James Bonfield, Nick Boughton, Sam Bowker, Timothy Brendler- Spaeth, Iraad Bronner, Tanya Brooklyn, Sarah Kay Buddenborg, Robert Bush, Catarina Caetano, Alex Cagan, Nicola Carter, Joanna Cartwright, Tiago Carvalho Monteiro, Liz Chapman, Tracey-Jane Chillingworth, Peter Clapham, Richard Clark, Adrian Clarke, Catriona Clarke , Daryl Cole, Elizabeth Cook, Maria Coppola, Linda Cornell, Clare Cornwell, Craig Corton, Abby Crackett, Alison Cranage, Harriet Craven, Sarah Craw, Mark Crawford, Tim Cutts, Monika Dabrowska, Matt Davies, Robert Davies, Joseph Dawson, Callum Tag, Aiden Densem, Thomas Dibling, Cat Dockree, David Dodd, Sunil Dogga, Matthew Dorman, Gordon Dougan, Martin Dougherty, Alexander Dove, Lucy Drummond, Eleanor Drury, Monika Dudek, Jillian Durham, Laura Durrant, Elizabeth Easthope, Sabine Eckert, Pete Ellis, Ben Farr, Michael Fenton, Marcella Ferrero, Neil Flack, Howerd Fordham, Grace Forsythe, Luke Foulser, Matt Francis, Audrey Fraser, Adam Freeman, Anastasia Galvin, Maria Garcia-Casado, Alex Gedny, Sophia Girgis, James Glover, Sonia Goncalves, Scott Goodwin, Oliver Gould, Marina Gourtovaia, Andy Gray, Emma Gray, Coline Griffiths, Yong Gu, Florence Guerin, Will Hamilton, Hannah Hanks, Ewan Harrison, Alexandria Harrott, Edward Harry, Julia Harvison, Paul Heath, Anastasia Hernandez -Koutoucheva, Rhiannon Hobbs, Dave Holland, Sarah Holmes, Gary Hornett, Nicholas Hough, Liz Huckle, Lena Hughes-Hallet, Adam Hunter, Stephen Inglis, Sameena Iqbal, Adam Jackson, David Jackson, Keith James, Dorota Jamrozy, Carlos Jimenez Verdejo , Ian Johnston, Matthew Jones, Kalyan Kallepally, Leanne Kane, Keely Kay, Sally Kay, Jon Keatley, Alan Keith, Alison King, Lucy Kitchin, Matt Kleanthous, Martina Klimekova, Petra Korlevic, Ksenia Krasheninnkova, Dominic Kwiatkowski, Greg Lane, Cordelia Langford, Adam Laverack, Katharine Law, Mara Lawniczak, Stefanie Lensing, Steven Leonard, Laura Letchford, Kevin Lewis, Amanah Lewis-Wade, Jennifer Liddle, Quan Lin, Sarah Lindsay, Sally Linsdell, Rich Livett, Stephanie Lo, Rhona Long, Jamie Lovell, Jon Lovell, Catherine Ludden, James Mack, Mark Maddison, Aleksei Makunin, Irfan Mamun, Jenny Mansfield, Neil Marriott, Matt Martin, Inigo Martincorena, Matthew Mayho, Shane McCarthy, Jo McClintock, Samantha McGuigan, Sandra McHugh, Liz McMinn, Carl Meadows, Emily Mobley, Robin Moll, Maria Morra, Leanne Morrow, Kathryn Murie, Sian Nash, Claire Nathwani, Plamena Naydenova, Alexandra Neaverson, Rachel Nelson, Ed Nerou, Jon Nicholson, Tabea Nimz, Guillaume G. Noell, Sarah O' Meara, Valeriu Ohan, Karen Oliver, Charles Olney, Doug Ormond, Agnes Oszlanczi, Steve Palmer, Yoke Fei Pang, Barbora Pardubska, Naomi Park, Aaron Parmar, Gaurang Patel, Minal Patel, Maggie Payne, Sharon Peacock, Arabella Petersen, Deborah Plowman , Tom Preston, Liam Prestwood, Christoph Puethe, Michael Quail, Diana Rajan, Shavanthi Rajatileka, Richard Rance, Suzannah Rawlings, Nicholas Redshaw, Joe Reynolds, Mark Reynolds, Simon Rice, Matt Richardson, Connor Roberts, Katrina Robinson, Melanie Robinson, David Robinson, Hazel Rogers, Eduardo Martin Rojo, Daljit Roopra, Mark Rose, Luke Rudd, Ramin Sadri, Nicholas Salmon, David Saul, Frank Schwach, Carol Scott, Phil Seekings, Lesley Shirley, John Sillitoe, Alison Simms, Matt Sinnott, Shanthi Sivadasan , Bart Siwek, Dale Sizer, Kenneth Skeldon, Jason Skelton, Joanna Slater-Tunstill, Lisa Sloper, Nathalie Smerdon, Chris Smith, Christen Smith, James Smith, Katie Smith, Michelle Smith, Sean Smith, Tina Smith, Leighton Sneade, Carmen Diaz Soria, Catarina Sousa, Emily Souster, Andrew Sparkes, Michael Spencer-Chapman, Janet Squares, Robert Stanley, Claire Steed, Tim Stickland, Ian Still, Mike Stratton, Michelle Strickland, Allen Swann, Agnieszka Swiatkowska, Neil Sycamore, Emma Swift, Edward Symons, Suzanne Szluha, Emma Taluy, Nunu Tao, Katy Taylor, Sam Taylor, Stacey Thompson, Mark Thompson, Mark Thomson, Nicholas Thomson, Scott Thurston, Gerry Tonkin-Hill, Dee Toombs, Benjamin Topping, Jaime Tovar-Corona, Daniel Ungureanu , James Uphill, Jana Urbanova, Philip Jansen Van, Valerie Vancollie, Paul Voak, Danielle Walker, Matthew Walker, Matt Waller, Gary Ward, Charlie Weatherhogg, Niki Webb, Danni Weldon, Alan Wells, Eloise Wells, Luke Westwood, Theo Whipp, Thomas Whiteley, Georgia Whitton, Andrew Whitwham, Sara Widaa, Mia Williams, Mark Wilson und Sean Wright

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

DC, RKG und DAC haben die Studie konzipiert. RKG, DAC, LEM, J. Bassi, MW, LC-G., GB-M., RD, BG, NK, AE, MSP, DV, LP, ADM, JRB und DC haben die Studie und Experimente entworfen. BM, DAC, NT, RPD, IATMF, ACW, LC-G., SAK und GB-M. Experimente durchgeführt. RKG, DAC, BM, RD, IATMF, ACW, LEM, J. Bassi, KGCS und DV interpretierte Daten. ADM und CSF führten Pseudovirus-Neutralisierungstests durch. DP produzierte Pseudoviren. MSP, LP, WH, DV und DC haben die Experimente entworfen. MAT, J. Bassi und SJ exprimierten und reinigten die Proteine. KC, SJ und EC sequenzierten und exprimierten Antikörper. EC und KC führten eine Mutagenese durch, um mutierte Expressionsplasmide zu erzeugen. ACW und SB führten Bindungstests durch. AR, AFP und CG trugen zur Rekrutierung von Spendern und zur Sammlung von Proben im Zusammenhang mit der Isolierung monoklonaler Antikörper bei. HWV, GS, AL, DV, LP, DV und DC analysierten die Daten und erstellten das Manuskript unter Einbeziehung aller Autoren.

Korrespondenz mit Davide Corti oder Ravindra K. Gupta.

ADM, J. Bassi, DP, CSF, SB, KC, NS, EC, GS, SJ, AL, HWV, MSP, LP und DC sind Mitarbeiter von Vir Biotechnology und können Anteile an Vir Biotechnology halten. HWV ist Gründer von PierianDx und Casma Therapeutics. Keines der Unternehmen hat diese Arbeit finanziert oder führt damit verbundene Arbeiten durch. DV ist Berater für Vir Biotechnology. Das Veesler-Labor hat einen geförderten Forschungsvertrag von Vir Biotechnology erhalten. RKG hat Beratungshonorare von UMOVIS Lab, Gilead und ViiV erhalten. Die anderen Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Informationen zum Peer-Review Nature dankt den anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Peer-Reviewer-Berichte sind verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

a, Serum-IgG-Antworten gegen das N-Protein, das Spike-Protein und die RBD des Spike-Proteins von Teilnehmern, die eine Impfdosis (hellgrün) oder zwei Impfdosen (dunkelgrün) erhalten haben, von Patienten, die sich von COVID-19 erholt haben (rot) und gesunde Kontrollpersonen (grau) wurden mit einem auf Durchflusszytometrie basierenden Luminex-Assay gemessen. n = 25. MFI, mittlere Fluoreszenzintensität. Die Daten sind GMT ± SD (Linien und Fehlerbalken) von zwei technischen Wiederholungen und einzelnen Werten (Kreisen). b, Zusammenhang zwischen Serum-IgG-Antworten, gemessen mittels Durchflusszytometrie, und Serumneutralisation ID50. n = 25. c, Zusammenhang zwischen Serumneutralisierung ID50 und T-Zell-Reaktionen gegen SARS-CoV-2 durch IFNγ FluoroSpot. n = 24. SFU, fleckbildende Einheiten. d, Beziehung zwischen Serum-IgG-Reaktionen und T-Zell-Reaktionen. n = 23. b–d, Einfache lineare Regressionen werden mit Pearson-Korrelation (r), P-Wert (p) und Regressionskoeffizient/Steigung (β) dargestellt.

a, b, Verdünnung der Impfstoffseren für eine 50 %ige Neutralisierung gegen die Wildtyp- und Spike-Mutantenviren (N501Y, A570D, ΔH69/ΔV70). b, Daten sind GMT ± SD (Linien und Fehlerbalken) von zwei unabhängigen Experimenten mit zwei technischen Wiederholungen und einzelnen Werten (Kreise). Zweiseitiger Wilcoxon-Matched-Pairs-Signed-Rank-Test ohne Anpassung für mehrere Vergleiche; ***P < 0,001. c, d, Verdünnung der Rekonvaleszenzseren für 50 % Neutralisierung gegen die Wildtyp- und Spike-Mutantenviren (N501Y, A570D, ΔH69/ΔV70). Die Daten sind GMT ± SD (gepunktete Linien und Fehlerbalken) eines repräsentativen Experiments mit zwei technischen Wiederholungen und einzelnen Werten (Kreise). Zweiseitiger Wilcoxon-Matched-Pairs-Signed-Rank-Test ohne Anpassung für mehrere Vergleiche; ns, nicht signifikant. e, Repräsentative Kurven log10-transformierter inverser Verdünnungen von Rekonvaleszenzseren gegen den Prozentsatz der Neutralisierung für die Wildtyp- und Spike-Mutantenviren (N501Y, A570D, ΔH69/ΔV70). In Fällen, in denen eine Kurve nach rechts verschoben ist, reagiert das Virus weniger empfindlich auf die neutralisierenden Antikörper im Serum. Die Daten sind Mittelwerte ± Standardabweichung von zwei technischen Replikaten. Die Daten sind repräsentativ für zwei unabhängige Experimente. Der Grenzwert für 50 % Neutralisierung wurde auf 4 eingestellt (gepunktete Linien in a, b). a, c, Datenpunkte derselben Person werden durch Linien verbunden.

Alle Virusvarianten befanden sich in einem Spike-Hintergrund (D614G). Die log10-transformierten inversen Verdünnungen der Seren werden im Vergleich zum Prozentsatz der Neutralisierung angezeigt. In Fällen, in denen eine Kurve nach rechts verschoben ist, reagiert das Virus weniger empfindlich auf die neutralisierenden Antikörper im Serum. Die Daten beziehen sich auf die erste Impfstoffdosis (D1). Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung, die für zwei unabhängige Experimente mit jeweils zwei technischen Replikaten repräsentativ sind.

Die log10-transformierten inversen Verdünnungen der Seren werden im Vergleich zum Prozentsatz der Neutralisierung angezeigt. In Fällen, in denen eine Kurve nach rechts verschoben ist, reagiert das Virus weniger empfindlich auf die neutralisierenden Antikörper im Serum. Bei den Daten handelt es sich um Mittelwerte ± Standardabweichung, die für zwei unabhängige Experimente mit jeweils zwei technischen Replikaten repräsentativ sind.

Alle Virusvarianten befanden sich in einem Spike-Hintergrund (D614G). Neutralisierungsstärke der Seren aus der ersten (links; n = 37) und der zweiten (Mitte, n = 21) Impfdosis und des Rekonvaleszentenplasmas (CP) (rechts; n = 27) gegen Wildtyp SARS-CoV-2 , die B.1.1.7-Variante mit Spitze (N501Y, A570D, ΔH69/ΔV70, Δ144, P681H, T716I, S982A, D1118H) und die B.1.1.7-Variante mit Spitze (N501Y, A570D, ΔH69/ΔV70, Δ144, P681H, T716I, S982A, D1118H) und die zusätzliche E484K-Substitution. Die Daten sind GMT ± SD, repräsentativ für zwei unabhängige Experimente mit jeweils zwei technischen Wiederholungen. Wilcoxon-Matched-Pairs-Signed-Rank-Test; **P < 0,01, ***P < 0,001, **** P < 0,0001.

a–c, Neutralisierung des Wildtyp-Spikes (schwarz), des B.1.1.7-Spikes (blau) und des Spike(N501Y, E484K, K417N) (TM) (rot) SARS-CoV-2–MLV durch 9 NTD- Targeting (a), 29 RBM-Targeting (b) und 19 Nicht-RBM-Targeting (c) monoklonale Antikörper. Die Daten sind Mittelwerte ± Standardabweichung zweier technischer Replikate eines repräsentativen Experiments.

ab, a, b, Bindung an die RBD von Wildtyp (schwarz) und Spike (N501Y) (blau) SARS-CoV-2 durch 22 RBM-targeting (a) und 21 nicht-RBM-targeting (b) monoklonale Antikörper . Als Negativkontrolle wurde ein Antikörper irrelevanter Spezifität mitgeführt.

a, b: Bindung an die RBD von Wildtyp (schwarz) und Spike (E484K) (rot) SARS-CoV-2 durch 27 RBM-targeting (a) und 19 nicht-RBM-targeting (b) monoklonale Antikörper. Als Negativkontrolle wurde ein Antikörper irrelevanter Spezifität mitgeführt.

a–c, Biolayer-Interferometrie-Bindungsanalyse der menschlichen ACE2 (huACE2)-Ektodomäne (Reste 1–615) an immobilisierte RBD von Wildtyp-SARS-CoV-2 (a) und die RBD von B.1.1.7 Spike (N501Y) (b) und Spike-Proteine ​​(N501Y, E484K, K417N) (c). Schwarze Linien entsprechen einer globalen Anpassung der Daten unter Verwendung eines 1:1-Bindungsmodells.

Neutralisierung, V-Gen-Nutzung und andere Eigenschaften der getesteten mAbs.

GISAID-Danksagungen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Collier, DA, De Marco, A., Ferreira, IATM et al. Empfindlichkeit von SARS-CoV-2 B.1.1.7 gegenüber durch mRNA-Impfstoff hervorgerufenen Antikörpern. Natur 593, 136–141 (2021). https://doi.org/10.1038/s41586-021-03412-7

Zitat herunterladen

Eingegangen: 26. Januar 2021

Angenommen: 01. März 2021

Veröffentlicht: 11. März 2021

Ausgabedatum: 06. Mai 2021

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-021-03412-7

Jeder, mit dem Sie den folgenden Link teilen, kann diesen Inhalt lesen:

Leider ist für diesen Artikel derzeit kein Link zum Teilen verfügbar.

Bereitgestellt von der Content-Sharing-Initiative Springer Nature SharedIt

Virologie-Journal (2023)

Wissenschaftliche Berichte (2023)

Das Journal of Antibiotics (2023)

Zeitschrift für klinische Immunologie (2023)

Plasmonik (2023)

Durch das Absenden eines Kommentars erklären Sie sich damit einverstanden, unsere Nutzungsbedingungen und Community-Richtlinien einzuhalten. Wenn Sie etwas als missbräuchlich empfinden oder etwas nicht unseren Bedingungen oder Richtlinien entspricht, kennzeichnen Sie es bitte als unangemessen.